تصنيع جهاز "عضو على شريحة" لمعقد العاج واللب مكدس عمودياً باستخدام قرص عاج بشري

Cristina Bucchi; Josefa Baeza-Fernández; Diego Benavente; Sebastian Arteaga; Karina Godoy; Mauricio Zamorano

doi:10.3791/71713

مقالة منهجية

تصنيع جهاز "عضو على شريحة" لمعقد العاج واللب مكدس عمودياً باستخدام قرص عاج بشري

DOI:

10.3791/71713

⸱

أغسطس 14, 2026

Cristina Bucchi¹^,² , Josefa Baeza-Fernández³ , Diego Benavente⁴ , Sebastian Arteaga² , Karina Godoy⁵ , Mauricio Zamorano¹^,⁶

¹Center of Excellence in Physics and Engineering in Health, Universidad de La Frontera, ²Faculty of Dentistry, Universidad de La Frontera, ³Master in Dentistry Program, Faculty of Dentistry, Universidad de La Frontera, ⁴Center for Science and Technology of Valparaíso (CCTVal), Universidad Técnica Federico Santa María, ⁵Scientific and Technological Bioresource Nucleus (BIOREN), Universidad de La Frontera, ⁶Department of Chemical Engineering, Faculty of Engineering and Sciences, Universidad de La Frontera

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لوصف عملية تصنيع وتجميع جهاز "عضو على شريحة" لمركب العاج واللب مكدس رأسيًا، يتضمن قرص عاج بشري وقنوات دقيقة مصنعة بالطباعة الحجرية الضوئية، يليه استزراع وزراعة الخلايا الجذعية لللب السني.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تفرض النماذج قبل السريرية التقليدية المستخدمة في أبحاث طب الأسنان، بما في ذلك النماذج الحيوانية والمزارع الخلوية الساكنة، قيوداً مهمة في إعادة إنتاج الظروف الفسيولوجية للواجهة بين العاج واللب والتنبؤ بالاستجابات البيولوجية البشرية للمواد الحيوية السنية. وتوفر تقنية "عضو على شريحة" (OoC) نهجاً بديلاً من خلال تمكين إعادة إنشاء بيئات دقيقة خاصة بالأنسجة ضمن أنظمة مائعية مجهرية متحكم بها. تصف هذه المخطوطة بروتوكولاً خطوة بخطوة لتصنيع وتجميع جهاز "عضو على شريحة" لمعقد العاج واللب، يدمج قرصاً من العاج البشري ضمن منصة مائعية مجهرية مكونة من ثلاث طبقات من مادة البوليديميثيل سيلوكسان (PDMS). يتضمن البروتوكول تحضير قرص العاج، وتصنيع قوالب ذات هياكل مجهرية باستخدام الطباعة الضوئية، وصب ومعالجة PDMS، والربط بين الطبقات بمساعدة البلازما، وتجميع الجهاز، واختبار التسريب، واستزراع الخلايا الجذعية للب لب الأسنان تحت ظروف المزرعة الساكنة. كما تتم مناقشة معايير التصنيع الحرجة التي تؤثر على أداء الجهاز، بما في ذلك التحكم في سمك طبقة PDMS، ومعالجة السطح بالبلازما، ودمج قرص العاج داخل الجهاز لتقليل التسريب. تم تقييم التصاق الخلايا وحيويتها داخل الجهاز باستخدام المجهر الإلكتروني الماسح وصبغ الخلايا الحية/الميتة بالفلورة البؤرية. وتظهر النتائج التمثيلية نجاح دمج قرص العاج ضمن التجميع المائعي المجهري، والحفاظ على ظروف خالية من التسريب، والتصاق الخلايا الجذعية الحية للب الأسنان بسطح العاج. يوفر هذا البروتوكول نهجاً قابلاً للتكرار لتصنيع منصة "عضو على شريحة" لمعقد العاج واللب، والتي قد تدعم الدراسات المستقبلية التي تبحث في الاستجابات الخلوية للمواد الحيوية السنية والمحفزات البيئية الدقيقة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لطالما كانت التجارب على الحيوانات أداة فعالة في تعزيز فهم العمليات المرضية والفسيولوجية، ولعبت دوراً محورياً في المراحل المبكرة من تطوير الأدوية¹. وعلى مدار القرن العشرين، ارتفع متوسط العمر المتوقع للبشر بشكل ملحوظ، ورغم أنه ليس من الممكن تحديد المدى الذي يعود فيه هذا التحسن حصراً إلى الأبحاث الحيوانية بدقة، إلا أنه من المعترف به على نطاق واسع أن العديد من العلاجات الطبية المعاصرة قد تم تطويرها أو التحقق من فعاليتها باستخدام النماذج الحيوانية². وتشمل الأمثلة البارزة تطوير لقاحات ضد شلل الأطفال، والحصبة، والتهاب الكبد B، وتقييم سلامة وفعالية البنسلين، وإنتاج الأنسولين. وفي مجال أبحاث طب الأسنان والمواد الحيوية، كانت هذه النماذج حاسمة في استكشاف عملية تسوس الأسنان، وبيولوجيا وتجدد معقد العاج واللب، والفسيولوجيا المرضية لأنسجة دواعم الأسنان³^,⁴.

على الرغم من الاستخدام الواسع لهذه المنهجيات، لا يزال مسار تطوير الأدوية الحالي يُظهر معدلات فشل مرتفعة، حيث تفشل العديد من الأدوية المرشحة خلال التجارب السريرية على الرغم من إثبات فعاليتها وسلامتها في الإعدادات المختبرية قبل السريرية والنماذج الحيوانية⁵. وقد رُبط هذا التباين بالاختلافات بين الأنواع التي قد تحد من القدرة التنبؤية الانتقالية للنماذج الحيوانية بسبب الاختلافات التشريحية والجينية والفسيولوجية بين الأنواع⁶. بالإضافة إلى ذلك، لا يزال تطوير مناهج علاجية جديدة يستغرق وقتاً طويلاً ومكلفاً⁷. علاوة على ذلك، تعتمد النماذج التقليدية في المختبر (in vitro) بشكل أساسي على مزارع أحادية الطبقة ثنائية الأبعاد (2D) مبسطة على ركائز بلاستيكية غير فسيولوجية، مما يؤدي إلى الفشل في محاكاة الإشارات البيوكيميائية والفيزيائية، والتفاعلات بين الخلايا، وإشارات المصفوفة خارج الخلوية (ECM) الموجودة في تجويف الفم البشري^8,9. وعلى الرغم من أن النماذج ثنائية الأبعاد توفر مزايا تجريبية معينة، إلا أنها عاجزة بطبيعتها عن محاكاة التفاعلات المعقدة التي تحدث بين مكونات متعددة في آن واحد، مثل الأغشية الحيوية، والمواد الحيوية، والعاج، وخلايا اللب¹⁰. وبناءً على ذلك، هناك اهتمام متزايد بتطوير منصات تجريبية بديلة قادرة على إعادة إنتاج الاستجابات البيولوجية البشرية بدقة أكبر. وفي عام 2022، ألغى قانون تحديث إدارة الغذاء والدواء (FDA Modernization Act 2.0) المتطلب الإلزامي للاختبارات الحيوانية في عملية الموافقة على الأدوية، واعترف بإمكانية استخدام المنصات البديلة، بما في ذلك تقنيات العضو على شريحة (OoC)، في الأبحاث قبل السريرية¹¹.

يعتبر "العضو على شريحة" (OoC) جهازاً للموائع الدقيقة صُمم لمحاكاة بنية ووظيفة والبيئة المجهرية لعضو معين أو مكون نسيجي¹². تُستزرع في هذه الأجهزة خلايا وأنسجة حية داخل قنوات دقيقة مهندسة تعيد إنتاج الجوانب الرئيسية للبيئة المجهرية الفسيولوجية التي تتعرض لها الخلايا طبيعياً. وعلاوة على المحاكاة البنيوية، تتيح القنوات الدقيقة تحكماً زمانياً ومكانياً في البيئة الخلوية وتدعم الحفاظ على الوظائف الخاصة بالأنسجة، مما يوفر ظروفاً تجريبية قد تشبه الفسيولوجيا الحية (in vivo) بشكل أوثق من أنظمة الزرع التقليدية¹². ومن الأهمية بمكان أن القنوات الدقيقة في أجهزة OoC تسهل التدفق المتحكم فيه لوسط الزرع، مما يولد إجهاد قص على الخلايا المستقرة¹³. تؤثر هذه المحفزات الميكانيكية على الاستجابات الخلوية بما في ذلك الالتصاق، والتكاثر، والهجرة، والتعبير الجيني، والتفاعلات بين الخلايا¹⁴^,¹⁵. بالإضافة إلى ذلك، يساهم التدفق المستمر للوسط في الحفاظ على البيئة المجهرية من خلال إمداد العناصر الغذائية وإزالة نواتج الفضلات الأيضية¹⁶. وعلاوة على ذلك، وبالمقارنة مع المزارع التقليدية ثنائية الأبعاد (2D)، أفادت بعض منصات OoC بدعم تحكم محسّن في قراءات الإجهاد التأكسدي، بما في ذلك أنواع الأكسجين التفاعلية داخل الخلايا وحيوية الخلايا، في نماذج ثلاثية الأبعاد (3D) على الشريحة¹⁷. وبناءً على ذلك، ظهرت أنظمة OoC كمنصات واعدة لدراسة فسيولوجيا الأنسجة، وتفاعلات المواد الحيوية، وعمليات المرض تحت ظروف تجريبية محكومة¹⁸. وفي أبحاث طب الأسنان، طُبقت تقنية OoC تدريجياً لنمذجة واجهات الأنسجة الفموية التي تزداد تعقيداً¹⁹. وقد حاكت منصات "السن على شريحة" المبكرة الواجهة بين المادة الحيوية والعاج واللب²⁰، بينما دمجت الإصدارات الأكثر تقدماً منذ ذلك الحين الأوعية الدموية والتعصيب الثلاثي التوائم لمحاكاة التعقيد البنيوي والوظيفي لمعقد اللب والعاج بشكل أكثر دقة²¹. وبعيداً عن اللب، مكنت النماذج ثلاثية الأبعاد لقنوات الجذور غير المكتملة من تقييم محاليل الإرواء اللبية والتبريعم الوعائي في الخلايا الجذعية المستمدة من الحليمة الذروية²²^,²³. وعلى مستوى دواعم السن، استُخدمت منصات "اللثة على شريحة" لاستقصاء التفاعلات بين المضيف والميكروبات ولتقييم القدرة التعديلية المناعية للمعززات الحيوية (probiotics) كعوامل علاجية²⁴، بينما أظهرت أجهزة "الرباط periodontal على شريحة" كيف يقوم تدفق السوائل الخلالية بتعديل تكوين الشبكة الوعائية والتمايز العظمي لكريات الخلايا الجذعية للرباط periodontal²⁵^,²⁶. واستكمالاً لهذه النماذج، ساهمت أنظمة "المخاطية الفموية على شريحة" و"غرسات الأسنان على شريحة" المتخصصة في توسيع نطاق أبحاث الموائع الدقيقة في طب الأسنان من خلال توصيف التفاعلات بين المضيف والمادة والسمية الخلوية للمونومرات السنية تحت ظروف ذات صلة فسيولوجياً²⁷^,²⁸.

بينما يتم تطبيق أنظمة العضو على شريحة (OoC) بشكل متزايد في أبحاث الأسنان والفم والوجه والفكين، تظل الجهود المستمرة نحو توحيد معايير سير عمل التصنيع وقابليته للتكرار أمراً بالغ الأهمية. وقد ورد في الأدبيات عدة نماذج لـ "السن على شريحة"²⁰^,²⁹^,³⁰^,³¹، والتي استعرضت تكوينات مختلفة للأجهزة وتطبيقات تجريبية متنوعة. ومع ذلك، فإن التباينات في بنية الجهاز، وطرق التصنيع، ودمج العاج، والتقرير عن المعاملات التجريبية قد تحد من القابلية للتكرار والمقارنة المباشرة بين الدراسات. وبوجه خاص، قد تؤثر الاختلافات في هندسة القنوات الدقيقة، واستراتيجيات دمج العاج، ونهج التصنيع على البيئة الدقيقة البيولوجية والميكانيكية داخل الجهاز. تتضمن بعض النماذج المبلغ عنها العاج لإعادة إنتاج جوانب من الواجهة بين العاج واللب²⁰^,²⁹^,³⁰، بينما تستخدم نماذج أخرى تكوينات بديلة³¹. بالإضافة إلى ذلك، فإن طرق التصنيع مثل الطباعة الحجرية الضوئية، والقطع بالليزر، والتقطيع الدقيق، والطباعة ثلاثية الأبعاد، يقدم كل منها مزايا وقيوداً محددة بناءً على تصميم الجهاز والتطبيق المنشود. علاوة على ذلك، يعد التوجه المعماري للجهاز محدداً حاسماً للفائدة البيولوجية، وتحديداً ما إذا كانت القنوات وشريحة العاج مرتبة في تكوين أفقي أو رأسي¹⁹^,³². في التكوينات المكدسة أفقياً، تسهل المقصورات المرتبة جنباً إلى جنب عملية التقسيم الجانبي والتصوير المباشر للخلايا في الوقت الفعلي، مما يجعلها مناسبة بشكل خاص لنمذجة الأنسجة ذات التنظيم المكاني الجانبي بطبيعتها، مثل المعقد اللثوي²⁴^,³². ومع ذلك، فإن هذا التصميم محدود بطبيعته في قدرته على إعادة إنشاء الواجهات البيولوجية المتعامدة، مثل معقد المادة الحيوية والعاج واللب، حيث أن الترتيب الجانبي للمقصورات لا يحاكي بدقة التوجه الحيوي لحاجز العاج بين التجويف واللب²⁰^,³². وتتجاوز التكوينات المكدسة رأسياً هذه القيود من خلال وضع مقصورتين فوق بعضهما البعض على طول المحور y، يفصل بينهما شريحة عاج طبيعية، مما يسمح بالقياس الكمي المتزامن للنقل الجزيئي عبر العاج السليم والمراقبة الفورية لاستجابات خلايا اللب التي يتم قياسها في وسط المخرج³⁰. ومع ذلك، فإن أحد القيود المعروفة لهذا التوجه يتعلق بالتصوير المقطعي لواجهة العاج والخلايا، حيث يظل الحصول على صور مقطعية لواجهة العاج والخلايا ضمن نفس المستوى البؤري أكثر تحدياً من الناحية التقنية مقارنة بالتكوينات المكدسة أفقياً، حيث تكون الخلايا والمصفوفات خارج الخلوية مرتبة جانبياً. ورغم الإبلاغ عن نماذج متعددة لمعقد العاج واللب على شريحة في الأدبيات، إلا أن غالبيتها تتبنى تكويناً مكدساً أفقياً يتم فيه ترتيب المقصورات جنباً إلى جنب في نفس المستوى¹⁰^,²⁰^,²¹^,²⁹، بينما دمج عدد قليل نسبياً شريحة عاج طبيعية ضمن تكوين مكدس رأسياً³⁰. وبالرغم من ذلك، لا تزال الاختلافات في نهج التصنيع ومعاملات التقرير عبر هذه النماذج تحد من القابلية للتكرار والمقارنات بين الدراسات³³. تهدف المخطوطة الحالية إلى تحسين القابلية للتكرار المنهجي من خلال توفير بروتوكول تصنيع مفصل لجهاز "سن على شريحة" مكدس رأسياً، مما يسهل الاعتماد الأوسع لهذه المنصة داخل مجتمع أبحاث الأسنان.

تصف هذه المخطوطة بروتوكولاً تفصيلياً للتصنيع والتجميع لجهاز "عضو على شريحة" (OoC) يمثل معقد العاج واللب بشكل مكدس رأسياً، حيث يدمج قرص عاج بشرياً ضمن منصة موائع دقيقة مكونة من ثلاث طبقات من مادة البوليديميثيل سيلوكسان (PDMS) مصنعة باستخدام قالب تم إنتاجه عبر الطباعة الحجرية الضوئية. كما يصف البروتوكول عملية استزراع الخلايا الجذعية لب السن وزراعتها داخل الجهاز تحت ظروف ساكنة.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أُجريت هذه الدراسة وفقاً لإعلان هلسنكي، وحصلت على موافقة لجنة الأخلاقيات في جامعة Universidad de La Frontera للدراسات التي تتضمن عينات بشرية.

1. الحصول على قرص العاج

ملاحظة: قم بإعداد تصميم الجهاز قبل البدء في البروتوكول (الشكل 1A–1C).

جمع الأسنان وتخزينها
1. اجمع الأضراس أو الضواحك البشرية السليمة بعد الحصول على موافقة مستنيرة من المرضى.
2. احفظ جميع العينات في محلول كلورامين بتركيز 0.5% عند درجة حرارة 4°C لمنع تجفاف العاج ومسخ البروتينات.
3. استبدل محلول الكلورامين مرة واحدة أسبوعياً أثناء التخزين.
تحضير أقراص العاج
1. قم بقطع كل سن أفقياً عند الثلث الأوسط من التاج باستخدام قبضة يدوية عالية السرعة تعمل بسرعة 350,000 rpm ومجهزة بسن ماسي أسطواني (قطره 1 mm؛ وحجم حبيبات يتراوح بين 100–150 µm).
2. أجرِ عملية القطع تحت ري مستمر بالماء بمعدل 50 mL/min تقريباً.
3. حدد موضع القطع عند الثلث الأوسط من التاج لتجنب حجرة اللب والمينا الموجودة في الشقوق والتلم السني، وبذلك يتم الحصول على قرص يتكون في الغالب من نسيج العاج.
  تنبيه: أجرِ عملية قطع الأسنان تحت ري مستمر وارتدِ معدات الوقاية الشخصية المناسبة، بما في ذلك القفازات والكمامة ونظارات واقية.
تشطيب أقراص العاج
1. قم بصقل قرص العاج باستخدام أقراص تشطيب ذات أحجام حبيبات تتناقص بالتوالي.
2. استمر في الصقل حتى الوصول إلى سمك نهائي للعاج يبلغ 0.8 mm تقريباً (±± 0.3 mm) وأبعاد جانبية تبلغ 5 mm × 5 mm تقريباً (±± 0.3 mm) (الشكل 1D).
تخزين أقراص العاج
1. خزن أقراص العاج المحضرة في محلول كلورامين بتركيز 0.5% عند درجة حرارة 4°C حتى تجميع جهاز OoC.

تجميع واختبار الجهاز الموائع الدقيقة، مخطط لأبعاد المكونات، التصنيع، وديناميكيات السوائل.
الشكل 1: سير عمل التصميم والتصنيع لجهاز عضو على رقاقة (OoC) لمعقد العاج واللب السني. (A) التصميم ثلاثي الأبعاد للجهاز يوضح البنية المكونة من ثلاث طبقات. (B) عرض علوي لتصميم الجهاز مع الأبعاد الرئيسية. (C) عرض جانبي لتكوين الجهاز المكون من ثلاث طبقات. (D) قرص عاجي نموذجي تم تحضيره بسُمك تقريبي يبلغ 0.8 mm وأبعاد جانبية تبلغ تقريبًا 5 mm × 5 mm. (E) قالب رئيسي من السيليكون تم تصنيعه بواسطة الطباعة الحجرية الضوئية واستُخدم لصب طبقات polydimethylsiloxane (PDMS) العلوية والسفلية. (F) إزالة طبقة PDMS المعالجة من قالب السيليكون بعد البلمرة الحرارية. (G) معالجة سطح PDMS بالبلازما قبل ربط الطبقات. (H) جهاز OoC النهائي لمعقد العاج واللب السني المكون من ثلاث طبقات، تم تجميعه بواسطة الربط بالبلازما مع دمج واجهة العاج. (I) الجهاز المجمع وهو متصل بالأنابيب لاختبار التسريب والتحضير لتجارب الموائع الدقيقة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

2. تصنيع جهاز معقد العاج واللب على شريحة (OoC)

تجهيز مساحة العمل والمواد
1. تجهيز المواد والمعدات
  1. تجهيز جميع المواد والمعدات المدرجة في جدول المواد قبل البدء في تصنيع الجهاز.
  2. تجهيز خرامات الخزعة قبل تجميع الجهاز.
  3. تنفيذ جميع إجراءات التصنيع في بيئة نظيفة وخالية من الغبار.
  4. ارتداء القفازات، ونظارات الحماية، ومعدات الوقاية الشخصية المناسبة طوال عملية تصنيع الجهاز وتجميعه.
    ملاحظة: تجهيز القالب المُنتج بالطباعة الحجرية الضوئية قبل البدء في البروتوكول (الشكل 1E).
تصنيع القالب ذو البنية المجهرية
1. تجهيز رقاقة السيليكون
  1. تصنيع القالب على رقاقة سيليكون مصقولة من جانب واحد بقطر 4 بوصات (نوع N، مطعمة بالزرنيخ As-doped، بطريقة نمو CZ، واتجاه <100>، وسماكة 500 ±± 25 µm، وتفاوت في السماكة الكلية TTV ≤ 10 µm، وانحناء BOW ≤ 35 µm، ومقاومة نوعية 0.001–0.005 Ω·cm).
  2. تنظيف الرقاقة بالتتابع في الأسيتون، ثم الإيزوبروبانول، ثم الماء عالي النقاء لمدة 10 دقائق لكل منها باستخدام الموجات فوق الصوتية.
  3. تجفيف الرقاقة بالهواء المضغوط.
  4. تسخين الرقاقة عند 200°C لمدة 10 دقائق على لوح تسخين لإزالة الرطوبة المتبقية.
  5. ترك الرقاقة لتبرد حتى تصل إلى درجة حرارة الغرفة (RT؛ 20°C–25°C).
2. تنشيط السطح وطلاء المقاوم الضوئي
  1. تنشيط سطح رقاقة السيليكون باستخدام منظف بلازما فراغي يعمل ببلازما الهواء عند المستوى 7 لمدة 120 ثانية.
  2. وضع المقاوم الضوئي السلبي القائم على الإيبوكسي GM 1060 عن طريق الطلاء الدوراني بسرعة 300 rpm لمدة 10 ثوانٍ.
  3. متابعة الطلاء الدوراني بسرعة 565 rpm لمدة 100 ثانية وبسرعة 965 rpm لمدة ثانية واحدة باستخدام تسارع قدره 200 rpm/s.
  4. ترك الرقاقة المطلية لترتاح لمدة 10 دقائق.
  5. إجراء تسخين أولي عند 65°C لمدة 10 دقائق.
  6. متابعة التسخين الأولي عند 95°C لمدة ساعة واحدة.
  7. ترك الرقاقة لتبرد حتى تصل إلى درجة حرارة الغرفة.
3. التعريض والتحميض
  1. تعريض المقاوم الضوئي باستخدام نظام الطباعة الحجرية بالليزر المباشر بجرعة قدرها 1,950 mJ/cm².
  2. إجراء تسخين لاحق عند 65°C لمدة 10 دقائق.
  3. متابعة التسخين اللاحق عند 95°C لمدة 30 دقيقة.
  4. ترك الرقاقة لتبرد حتى تصل إلى درجة حرارة الغرفة.
  5. ترك الرقاقة لترتاح لمدة 10 دقائق.
  6. تحميض النمط في PGMEA لمدة 4 دقائق.
  7. تمديد عملية التحميض على فترات مدتها 30 ثانية إذا ظل هناك مقاوم ضوئي متبقٍ.
  8. إيقاف التحميض عن طريق الشطف بالإيزوبروبانول.
  9. تجفيف الرقاقة باستخدام الهواء المضغوط.
4. التسخين القوي (Hard bake)
  1. إجراء تسخين قوي عند 135°C لمدة ساعتين.
  2. الحصول على قالب رئيسي ذو بنية مجهرية يحتوي على قنوات مجهرية بعرض 1 mm وارتفاع 50 µm.
تجهيز ومزيل الغازات من خليط PDMS
1. تجهيز خليط PDMS
  1. خلط قاعدة PDMS وعامل المعالجة بنسبة وزنية 10:1.
  2. تحريك الخليط يدوياً باستخدام قضيب زجاجي في بيكر بلاستيكي لمدة 5 دقائق تقريباً.
  3. الحفاظ على حركات دائرية بطيئة ومستمرة أثناء الخلط.
    ملاحظة: تجنب إدخال فقاعات الهواء أثناء الخلط.
2. إزالة الغازات
  1. وضع خليط PDMS في مجفف فراغي متصل بمضخة فراغ.
  2. إزالة الغازات من الخليط عند ضغط 700 mmHg تقريباً لمدة 5 دقائق.
  3. تحرير الفراغ لفترة وجيزة للسماح للفقاعات السطحية بالانفجار.
  4. إعادة تطبيق الفراغ.
  5. تكرار الدورة حتى تختفي جميع الفقاعات المرئية.
    ملاحظة: يستغرق إجمالي وقت إزالة الغازات عادةً 30 دقيقة تقريباً.
صب PDMS على القالب
1. تجهيز القالب
  1. وضع القالب على سطح مستوٍ.
  2. تنظيف القالب باستخدام الهواء المضغوط.
  3. تجنب الملامسة المباشرة للسطح المنقوش.
  4. التحقق من خلو القالب من الغبار والملوثات.
2. توزيع PDMS
  1. توزيع 8 g تقريباً من PDMS حول قرص العاج لتصنيع طبقة غمر العاج.
  2. ضبط ارتفاع PDMS ليتناسب مع سماكة قرص العاج (0.8 ±± 0.3 mm).
  3. منع PDMS من تغطية سطح العاج.
  4. توزيع 0.26 g تقريباً من PDMS لكل وحدة قالب لتصنيع كل طبقة من القنوات المجهرية.
  5. النقر بلطف على القالب أو تطبيق اهتزاز لتسهيل ملء البنى المجهرية.
  6. ترك PDMS يستقر في أصغر الميزات الهيكلية.
  7. تغطية القالب باستخدام غطاء أو غطاء مسطح دون ملامسة سطح PDMS.
    ملاحظة: تبلغ سماكة طبقة غمر العاج 0.8 mm تقريباً، وتبلغ سماكة كل طبقة من القنوات المجهرية 0.4 mm تقريباً، مما يعطي سماكة إجمالية للجهاز تبلغ 1.6 mm تقريباً.
    ملاحظة: ضبط سماكة الطبقة وفقاً لمسافة العمل للعدسة الشيئية للمجهر البؤري عندما يكون التصوير البؤري مخططاً له.
المعالجة (Curing)
1. وضع القوالب في فرن عند 50°C.
2. معالجة PDMS لمدة 4 ساعات.
إزالة طبقات PDMS
1. إزالة PDMS المعالج
  1. تقشير طبقات PDMS المعالجة بعناية من القالب (الشكل 1F).
  2. التعامل مع طبقات PDMS بعناية لتجنب إتلاف البنى المجهرية.
ربط طبقات PDMS وتصنيع فتحات المداخل والمخارج
1. تصنيع فتحات المداخل والمخارج
  1. عمل ثقوب في مواقع المداخل والمخارج المحددة باستخدام خرامة خزعة بمقاس 1 mm.
  2. توجيه جانب القنوات المجهرية للأعلى أثناء الثقب.
    ملاحظة: وضع طبقة PDMS على حصيرة تقطيع لتجنب التلف الهيكلي.
  3. عمل ثقبين في الطبقة العلوية بما يتوافق مع القناة المجهرية العلوية.
2. تنظيف طبقات PDMS
  1. تنظيف طبقات PDMS باستخدام كحول الإيزوبروبيل أو الإيثانول.
  2. إزالة جزيئات الغبار المتبقية باستخدام شريط لاصق معقم.
  3. التحقق من خلو جميع أسطح الربط من الملوثات قبل التجميع.
3. تنشيط أسطح PDMS بالبلازما
  1. وضع طبقتي PDMS العلوية والوسطى للمعالجة بالبلازما (الشكل 1G).
  2. تنشيط الأسطح باستخدام جهاز معالجة بالبلازما الكورونية محمول يعمل عند 25 W تقريباً باستخدام الهواء المحيط كغاز تشغيل.
  3. الحفاظ على مسافة عمل تبلغ 1 mm تقريباً بين مصدر البلازما وسطح PDMS.
    تنبيه: تنفيذ المعالجة بالبلازما تحت تهوية مناسبة وتجنب التعرض المباشر للأوزون الناتج عن البلازما.
  4. تفعيل جهاز المعالجة بالبلازما وتركه ليستقر لمدة 5 ثوانٍ.
  5. التحقق من تولد شعاع بلازما منتظم قبل المعالجة.
  6. معالجة طبقة PDMS العلوية لمدة 10 ثوانٍ باستخدام حركة مستمرة ذهاباً وإياباً بسرعة 5 mm/s تقريباً.
  7. معالجة طبقة PDMS الوسطى لمدة 10 ثوانٍ باستخدام نفس الحركة والمسافة.
  8. تطبيق معالجة إضافية بالبلازما لمدة ثانية واحدة على الطبقة العلوية مباشرة قبل الربط.
4. ربط الطبقتين العلوية والوسطى
  1. محاذاة القناة المجهرية العلوية مع قرص العاج فوراً بعد المعالجة بالبلازما.
  2. ربط الطبقتين العلوية والوسطى معاً.
  3. وضع التجميع المربوط في فرن عند 75°C لمدة 5 دقائق.
  4. تعزيز الربط أثناء الحضانة.
    ملاحظة: يكون قرص العاج والقناة المجهرية مرئيين بالعين المجردة ويمكن محاذاتهما دون الحاجة لأدوات محاذاة إضافية.
5. تصنيع فتحات القناة المجهرية السفلية
  1. ثقب فتحتين تتوافقان مع القناة المجهرية السفلية عبر الطبقتين العلوية والوسطى المربوطتين.
  2. تنفيذ الثقب عبر الطبقتين في آن واحد لضمان المحاذاة.
    ملاحظة: ينتج عن هذا الإجراء أربعة ثقوب في الطبقة العلوية وثقبين في الطبقة الوسطى.
  3. وضع التجميع المربوط على حصيرة تقطيع متينة قبل الثقب.
  4. تطبيق ضغط ثابت لأسفل في حركة واحدة.
    ملاحظة: تجنب القوى الدورانية أو الجانبية لتقليل مخاطر الانفصال الطبقي.
  5. إزالة الحطام من مواقع الثقوب باستخدام شاش معقم خالي من الوبر مبلل بكحول الإيزوبروبيل.
  6. فحص الثقوب والمناطق المربوطة المحيطة بها تحت إضاءة كافية.
  7. التحقق من عدم وجود انفصال طبقي، أو تمزقات، أو ثقوب غير مكتملة قبل المتابعة.
6. ربط الطبقة السفلية
  1. معالجة الطبقة السفلية بالبلازما كما هو موضح في الخطوة 2.7.4.
  2. محاذاة فتحات المداخل والمخارج للقناة المجهرية السفلية مع الثقوب الموجودة في الطبقتين العلوية والوسطى.
  3. ربط الطبقة السفلية لإكمال تجميع الجهاز.
    ملاحظة: تحديد مواقع المداخل والمخارج على السطح الخارجي للطبقة السفلية قبل الربط لتسهيل المحاذاة.
    ملاحظة: قد توفر غرف البلازما ربطاً أقوى من أقلام البلازما، كما ورد في المراجع³⁶.
    ملاحظة: يتكون الجهاز المكتمل من منصة مائعية مجهرية ثلاث الطبقات تشتمل على واجهة عاجية (الشكل 1H). يمثل سطح العاج السفلي جانب اللب في النموذج، بينما يمثل سطح العاج العلوي الجانب التاجي للتعريض للمواد الحيوية السنية أو المستحضرات البكتيرية.
اختبار تسرب الجهاز المائعي المجهري
1. فحص الجهاز المجمع
  1. فحص الجهاز المجمع للتأكد من عدم وجود سوء محاذاة.
  2. فحص التجميع للتأكد من عدم وجود ربط غير مكتمل أو تسرب مرئي.
2. اختبار التسرب
  1. توصيل إبر Luer-lock بمقاس 19G بفتحات المداخل (الشكل 1E).
  2. توصيل الإبر بأنابيب مضخة الموائع المجهرية.
  3. ضغط محاور الإبر بلطف في الفتحات المثقوبة للحصول على إغلاق محكم للهواء.
  4. حقن PBS معقم أو وسط زراعي بمعدل تدفق 10 µL/min.
  5. الحفاظ على تدفق السائل لمدة 5 دقائق على الأقل.
  6. فحص جميع واجهات الربط، وحواف القنوات، وحدود قرص العاج أثناء التدفق.
  7. مراقبة الجهاز تحت إضاءة كافية أثناء وبعد الحقن.
  8. تأكيد عدم وجود تراكم للسوائل، أو بلل، أو تكون قطرات.
  9. تصنيف الجهاز على أنه خالٍ من التسرب إذا لم يتم اكتشاف أي تسرب.
  10. التخلص من الأجهزة التي تظهر تسرباً.
    ملاحظة: إجراء اختبار التسرب على كل جهاز مصنع قبل استزراع الخلايا أو الاستخدام التجريبي.
تعقيم وتخزين الجهاز المائعي المجهري
1. التعقيم
  1. تعريض السطح العلوي للجهاز المجمع للأشعة فوق البنفسجية (254 nm) لمدة 30 دقيقة داخل خزانة تدفق رقائقي.
  2. تعريض السطح السفلي للأشعة فوق البنفسجية لمدة 30 دقيقة إضافية.
  3. غسل القنوات المجهرية بالإيثانول بتركيز 70% لمدة 20 دقيقة.
  4. غسل القنوات المجهرية ثلاث مرات بـ PBS معقم لإزالة الإيثانول المتبقي.
2. التخزين
  1. استخدام الجهاز المعقم فوراً لتجارب زراعة الخلايا.
  2. بدلاً من ذلك، يُخزن الجهاز مغموراً في PBS معقم عند 4°C داخل حاوية معقمة حتى وقت الاستخدام.
    تنبيه: لا تستخدم الكلورامين أو محاليل التطهير الأخرى بعد تجميع الجهاز لأن PDMS قد يمتص هذه المركبات مما يؤثر على حيوية الخلايا.

3. تقييم التصاق وحيوية الخلايا الجذعية لللب السني

التهيئة المسبقة لسطح العاج
1. يُحقن EDTA بتركيز 10% في الجهاز.
2. يُترك محلول EDTA ملامساً لسطح العاج لمدة 15 min.
3. يُحقن 0.5 mL من EDTA كل 3 min للحفاظ على حركة السوائل داخل القناة الدقيقة.
4. يُغسل قرص العاج ثلاث مرات بالماء فائق النقاء.
5. تستمر كل عملية غسل لمدة 5 min.
  ملاحظة: تعمل المعالجة بـ EDTA على إزالة طبقة اللطخة وكشف بروتينات مصفوفة العاج.
  تحذير: يجب التعامل مع محاليل EDTA باستخدام القفازات ونظارات واقية لتجنب تهيج الجلد والعينين.
استزراع الخلايا الجذعية لب لب الأسنان
1. توسيع الخلايا الجذعية لب لب الأسنان
  1. تُستزرع الخلايا الجذعية لب لب الأسنان في قارورة T75 بكثافة 1 × 10⁶ خلية لكل قارورة.
  2. تُحضن الخلايا عند 37°C و5% CO₂ حتى الوصول إلى حالة تلاقي بنسبة 80% تقريباً.
  3. تُفصل الخلايا باستخدام التريبسين.
  4. يتم تعادل التريبسين باستخدام وسط استزراع كامل.
  5. يُجرى طرد مركزي لمعلق الخلايا للحصول على كتلة خلوية.
  6. يُقيم حيوية الخلايا باستخدام صبغة trypan blue.
  7. تُستخدم معلقات الخلايا التي تُظهر حيوية ≥90%.
2. تحضير معلق الخلايا
  1. يُحضّر معلق خلوي مُدفأ مسبقاً عند 37°C.
  2. يُضبط تركيز الخلايا ليكون 100,000 خلية/mL في وسط استزراع كامل.
  3. يُحضّر حجم نهائي من المعلق يتراوح بين 1–2 mL.
    ملاحظة: استُخدمت خلايا في الممر الخامس (passage 5) في هذه الدراسة.
3. استزراع الخلايا
  1. يُحقن معلق الخلايا في منفذ الإدخال للقناة الدقيقة السفلية.
  2. يُقلب الجهاز بعد استزراع الخلايا
    ملاحظة: يعزز قلب الجهاز ترسب الخلايا باتجاه سطح العاج ويزيد من التصاق الخلايا.
4. التحضين
  1. يُوضع الجهاز المقلوب داخل طبق بتري.
  2. يُضاف 1 mL من وسط الاستزراع إلى طبق بتري لتقليل التبخر.
  3. يُحضن الجهاز عند 37°C و5% CO₂ لمدة 24 h.
  4. تُحافظ على ظروف الاستزراع الساكنة طوال فترة التحضين.
    ملاحظة: لم يتم إجراء تحقق من التدفق الديناميكي في هذه الدراسة.
    ملاحظة: يصف البروتوكول الحالي ظروف الاستزراع الساكنة للتحقق الأولي من الجهاز وتقييم التصاق الخلايا.
5. التحقق الأولي من الجهاز
  1. يُقيم التصاق الخلايا باستخدام المجهر الإلكتروني الماسح.
  2. يُستخرج قرص العاج عن طريق تفكيك الجهاز قبل التحليل.
تحضير العينات للمجهر الإلكتروني الماسح
1. استخراج العينات وغسلها
  1. يُفكك الجهاز بعد 24 h من التحضين.
  2. يُستخرج قرص العاج ويُنقل إلى طبق استزراع أو طبق بتري.
  3. يُوضع سطح العاج المستزرع بالخلايا بحيث يكون موجهاً للأعلى.
  4. يُغسل قرص العاج مرتين باستخدام 1 mL من PBS.
2. التثبيت
  1. يُضاف 2 mL من glutaraldehyde بتركيز 2.5% في محلول Sorensen’s phosphate buffer بتركيز 0.1 M.
  2. تُحضن العينة لمدة 30 min في درجة حرارة الغرفة RT.
    تحذير: مادة glutaraldehyde سامة وقد تسبب تهيج الجلد والعينين والجهاز التنفسي. تُجرى عمليات التثبيت داخل خزانة استخلاص كيميائية مع ارتداء معدات الوقاية الشخصية المناسبة.
3. الغسل بعد التثبيت
  1. يُزال محلول glutaraldehyde.
  2. يُغسل قرص العاج ثلاث مرات بالماء المقطر فائق النقاء في درجة حرارة الغرفة RT.
4. تحليل SEM
  1. تُحلل العينات باستخدام مجهر إلكتروني ماسح بيئي.
  2. يُشغل المجهر تحت ظروف تفريغ منخفضة (25 Pa).
  3. يُستخدم جهد تسريع قدره 10.0 kV ومسافة عمل قدرها 7.0 mm.
  4. تُجمع الصور باستخدام وضع كشف الإلكترونات المرتدة ثلاثي الأبعاد (BSE-3D).
  5. تُلتقط الصور بتكبير ×200 (الشكل 2A).
تقييم حيوية الخلايا عبر المجهر البؤري
1. تحضير العينات
  1. تُستزرع الخلايا وتُحضن كما هو موضح في الخطوة 3.2.
  2. يُحضن الجهاز لمدة 24 h عند 37°C و5% CO₂.
  3. يُفكك الجهاز ويُكشف سطح العاج.
  4. يُنقل قرص العاج إلى طبق آبار يحتوي على HBSS⁺/+ مُدفأ مسبقاً ومُدعّم بـ Ca²⁺ و Mg²⁺.
2. غسل العينات
  1. يُغسل قرص العاج مرتين بـ HBSS⁺/⁺.
  2. يُزال المصل المتبقي وصبغة phenol red قبل التلوين.
    ملاحظة: قد يؤدي المصل المتبقي وصبغة phenol red إلى زيادة التألق الذاتي للخلفية.
3. تلوين الخلايا الحية
  1. يُحضّر محلول عمل طازج من Calcein AM بتركيز 2 µM في HBSS⁺/⁺.
  2. يُضاف محلول تلوين كافٍ لتغطية سطح العاج بالكامل.
  3. تُحضن العينة لمدة 20 min عند 37°C في الظلام.
  4. يُزال محلول التلوين بعد التحضين.
4. تلوين الخلايا الميتة
  1. يُضاف محلول عمل Propidium Iodide (بتركيز 1–2 µg/mL في HBSS⁺/⁺).
  2. تُحضن العينة لمدة 5–8 min عند 37°C في الظلام.
  3. يجب ألا تتجاوز مدة التحضين 10 min.
  4. تُغسل العينة مرتين بـ HBSS⁺/⁺.
  5. تُبقى العينة مغمورة في المحلول المنظم حتى التصوير.
5. الالتقاط بالمجهر البؤري
  1. تُلتقط الصور البؤرية في غضون 30 min من التلوين.
  2. تُلتقط الصور بالتتابع في القنوات الخضراء والحمراء.
  3. يُستخدم λ_ex 490 nm و λ_em 515 nm لتصوير الخلايا الحية.
  4. يُستخدم λ_ex 535 nm و λ_em 617 nm لتصوير الخلايا الميتة.
    ملاحظة: يجب حماية محاليل التلوين الفلورية والعينات الملونة من التعرض للضوء أثناء إجراءات التحضين والتصوير (الشكل 2B).

صور مجهر SEM والمجهر الفلوري؛ بنية سطح الخلية؛ صبغ الأنسجة؛ التحليل الخلوي.
الشكل 2: تقييم نموذجي لالتصاق وحيوية الخلايا الجذعية لب لب الأسنان داخل جهاز OoC لمعقد العاج واللب. (A) صورة بالمجهر الإلكتروني الماسح تظهر الخلايا الجذعية لب لب الأسنان الملتصقة (نجمة بيضاء) على سطح العاج بعد 24 h من الزراعة الساكنة داخل جهاز OoC. بعد 24 h من الزراعة، غطت الخلايا الملتصقة 54.35 ± 0.92% من سطح العاج المعرض للقناة الدقيقة. لا تظهر أي خلايا في منطقة العاج المغطاة بـ PDMS (نجمة سوداء)، مما يشير إلى الختم الفعال بين طبقات الجهاز. شريط المقياس = 200 µm. (B) صورة بالمجهر البؤري تظهر الخلايا الجذعية لب لب الأسنان الحية المصبوغة باللون الأخضر والملتصقة بسطح العاج (أسهم بيضاء) بعد 24 h من الزراعة الساكنة. كما تظهر الخلايا غير الحية المصبوغة باللون الأحمر (أسهم زرقاء). شريط المقياس = 50 µm. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تصنيع جهاز السن على شريحة بنجاح باتباع سير العمل الموضح في الشكل 1A–1I، والذي شمل تحضير قرص العاج (الشكل 1D)، وتصنيع القالب المشتق من الطباعة الحجرية الضوئية (الشكل 1E)، وإزالة طبقات PDMS المعالجة (الشكل 1F)، والتنشيط بالبلازما قبل الربط (الشكل 1G)، وتجميع الجهاز النهائي (الشكل 1H)، وتوصيل الجهاز بنظام الموائع الدقيقة (الشكل 1I). وتكون الجهاز الناتج من تجميعة PDMS مكونة من ثلاث طبقات تم فيها دمج قرص العاج بالكامل داخل الطبقة الوسطى، مع وضع القنوات الدقيقة العلوية والسفلية على جانبي سطح العاج (الشكل 1H).

تمثلت النتيجة الإيجابية في هذه المرحلة في عدم وجود فقاعات هواء مرئية أو انفصال في الطبقات، وبقاء مرور السوائل خالياً من التسرب بعد حقن PBS أو وسط الزرع عبر منافذ الإدخال (الشكل 1I). وكان عدم محاذاة منافذ القناة الدقيقة، أو عدم اكتمال الربط البلازمي، أو حدوث تسرب عند الواجهة بين العاج وPDMS، مؤشراً على فشل التجميع وتطلب ذلك تكرار إجراء التصنيع.

تم تصنيع ما مجموعه 30 جهازاً، فشل ما يقرب من 20% منها أثناء التصنيع أو الاختبار. ارتبط الفشل بشكل أساسي بتسرب السوائل خارج حدود القناة الدقيقة نتيجة عدم اكتمال الترابط بالبلازما، بينما نتجت نسبة أقل من حالات الفشل عن انفصال الطبقات في مناطق أخرى من الجهاز. لم تُعزَ أي حالات فشل إلى التسرب عند الواجهة بين العاج وPDMS أو إلى عدم محاذاة منافذ الدخول والخروج للقناة الدقيقة.

بعد 24 h من الزرع الساكن، تم التأكد من نجاح استزراع الخلايا من خلال وجود خلايا جذعية لبنية سنية ملتصقة تظهر مورفولوجيا ليفية على سطح العاج. وفر المجهر الإلكتروني الماسح تقييماً لكل من التصاق الخلايا وسلامة الجهاز (Figure 2A). وباستخدام البروتوكول الحالي، غطت الخلايا الملتصقة 54.35 ± 0.92% من سطح العاج المعرض للقناة الدقيقة بعد 24 h من الزرع. واستُدل على النتيجة الإيجابية من خلال وجود الخلايا الملتصقة حصرياً ضمن منطقة القناة الدقيقة، بينما ظل سطح العاج المغطى بـ PDMS خالياً من ارتباط الخلايا (Figure 2A). وقد دعم هذا التوزيع المكاني نجاح عملية الختم بين طبقات الجهاز والتجميع السليم للجهاز. وعلى العكس من ذلك، فإن وجود خلايا خارج حدود القناة الدقيقة يشير إلى حدوث تسرب ويجب اعتباره نتيجة سلبية.

أتاح المجهر البؤري (Confocal microscopy) باستخدام صبغ الخلايا الحية/الميتة إجراء تقييم غير إتلافي لحيوية الخلايا داخل الجهاز. وتميزت النتيجة الناجحة بسيادة الخلايا الحية التي أظهرت تألقاً أخضر ومورفولوجيا ليفية، مع وجود خلايا غير حية مصبوغة باللون الأحمر بشكل عرضي فقط (الشكل 2B). وفي المقابل، فإن وجود نسبة عالية من الخلايا غير الحية يشير إلى عدم كفاية التهيئة المسبقة للعاج، أو عدم كفاية عملية الغسل، أو عدم ملاءمة ظروف المزرعة.

خلال مرحلة تحسين البروتوكول، تم تقييم استراتيجية تصنيع أولية استُخدم فيها قالب ثابت يتضمن تجويفاً محدداً مسبقاً لتحديد موضع قرص العاج ضمن طبقة PDMS الوسطى (الشكل 3A). ورغم أن هذا النهج كان يهدف إلى توحيد وضع القرص وتقليل التسرب عند الواجهة الفاصلة بين القرص وPDMS، إلا أنه ثبت عدم كفاءته من الناحية العملية. ونظراً لأنه كان يجب قطع المنطقة المقابلة لتجويف قرص العاج يدوياً من طبقة PDMS المتصلبة، لم يكن من الممكن تحقيق تكيف دقيق وموثوق بين حواف القرص وحواف PDMS المقطوعة، مما أدى إلى حدوث فجوات بينية تسببت في تسرب في حوالي 50% من الأجهزة المصنعة (الشكل 3A).

تحليل SEM للرقاقة الدقيقة؛ مخطط يوضح سمات السطح لدراسة المواد بتكبير 500x.
الشكل 3: صور تمثيلية توضح نهج التصنيع غير الناجحة التي تم تحديدها أثناء تحسين جهاز معقد العاج واللب على شريحة (OoC). (A) قالب سيليكون يحتوي على تجاويف ثابتة مصممة لوضع أقراص العاج بشكل معياري (الأسهم البيضاء). وبسبب التباين المتأصل في أبعاد أقراص العاج الناتج عن التحضير اليدوي للعينات، تعذر تحقيق تكيف موثوق مع هندسة القالب الثابتة، مما أدى إلى حدوث فجوات بينية وتسريب في حوالي 50% من الأجهزة المصنعة. (B) صورة مجهر إلكتروني ماسح (SEM) لسطح العاج بعد تطبيق مادة سد عند الواجهة بين القرص وPDMS. يشار إلى العاج المكشوف (النجمة السوداء) ورواسب مادة السد (النجمة البيضاء). أدى الانتشار غير المقصود لمادة السد على سطح العاج إلى إضعاف التصاق الخلايا وتقليل مساحة السطح المتاحة لاستعمار الخلايا. شريط المقياس = 100 µm. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

ولمعالجة هذا القصور، تم تطبيق مادة سد عند الواجهة الفاصلة بين القرص وPDMS. ومع ذلك، أدى هذا النهج إلى ظهور عيب إضافي، حيث انتشرت مادة السد على سطح العاج ومنعت التصاق الخلايا في المناطق المغطاة، كما هو موضح بواسطة المجهر الإلكتروني الماسح (الشكل 3B). وقد سلطت هذه النتائج غير المثالية الضوء على قيدين حرجين في استراتيجية التصنيع الأولية: عدم التكيف الكافي بين تجويف PDMS المقطوع يدويًا وقرص العاج، وانخفاض التصاق الخلايا المرتبط بمادة السد.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تصف هذه الدراسة بروتوكولاً مفصلاً خطوة بخطوة لتصنيع جهاز "سن على شريحة" (tooth-on-a-chip) مكدس رأسياً يشتمل على عاج وأسنان وخلايا جذعية لبية سنية، وتوضح نماذج ممثلة لالتصاق الخلايا وحيويتها داخل الجهاز تحت ظروف زراعة ساكنة. وقد تم تطوير هذا البروتوكول لتوفير سير عمل قابل للتكرار لتصنيع وتجميع منصة "عضو على شريحة" (OoC) لمعقد العاج واللب، تكون مناسبة للدراسات المختبرية (in vitro) للواجهة العاجية. ويكتسب إنشاء سير العمل هذا أهمية خاصة لأن مراجعتنا المنهجية الأخيرة سلطت الضوء على أن مجال النماذج المائعية الدقيقة لمعقد العاج واللب لا يزال في مرحلة ناشئة، وتتميز بتباين منهجي كبير في بنية الأجهزة والمواد المستخدمة، مما يضعف بشدة إمكانية تكرار وتوحيد نماذج "السن على شريحة" الحالية³⁴. ومن خلال تقديم بروتوكول مفصل وقابل للتكرار، تعالج هذه الدراسة هذه القيود وتساهم في تطوير نماذج بيولوجية محددة بشكل أفضل. وفي السياق الأوسع لتطوير تقنية "العضو على شريحة" المطبقة على بيولوجيا الفم، كان لـ França et al.¹⁵ السبق في هذا المجال من خلال نموذج مائعي دقيق "لسن على شريحة" يشتمل على أقراص عاجية وخلايا شبيهة بالأرومات السنية، مما أثبت إمكانية إعادة إنشاء الواجهة بين العاج واللب في بيئة مائعية دقيقة وديناميكية، وتقييم الاستجابة السامة للخلايا تجاه مواد طب الأسنان. ومنذ هذه المساهمة الرائدة، تم تسجيل عدد متزايد من منصات "العضو على شريحة" الفموية في الأدبيات العلمية³⁴، والتي تناولت جوانب متنوعة من بيولوجيا أنسجة الأسنان، وتفاعلات المواد الحيوية، وعلم الأحياء الدقيقة الفموي، مما رسخ هذا النهج كمجال بحثي نشط ومتوسع بسرعة. ويساهم البروتوكول الحالي في هذا المشهد من خلال توفير سير عمل مفصل وقابل للتكرار لتصنيع منصة "سن على شريحة" مكدسة رأسياً، تكون متاحة للمجموعات البحثية التي تمتلك إمكانيات مائعية دقيقة قياسية.

تعد العديد من الخطوات في البروتوكول حاسمة لنجاح تصنيع الجهاز وأدائه. وبوجه خاص، يتطلب صب PDMS فوق القالب تحكماً دقيقاً للحصول على سمك طبقة موحد وتكوين قنوات دقيقة سليمة. يجب اختيار سمك طبقات PDMS وفقاً للتطبيق اللاحق المستهدف؛ فعلى سبيل المثال، يتطلب المجهر البؤري (confocal microscopy) طبقات PDMS رقيقة بما يكفي للسماح بالتصور البصري للخلايا الملتصقة بسطح العاج. ومع ذلك، قد تكون الطبقات الأكثر رقة أصعب في التعامل معها أثناء إجراءات التصنيع والتجميع. وبناءً على ذلك، يمثل تحسين سمك PDMS توازناً هاماً بين إمكانية التصوير والتعامل العملي أثناء تصنيع الجهاز. علاوة على ذلك، في الدراسة الحالية، لم يكن التصوير بالمجهر البؤري للأجهزة السليمة ممكناً لأن طبقة PDMS التي تعلو الخلايا كان سمكها 0.4 mm، وهو ما يتجاوز عمق الاختراق للمجهر البؤري المتاح (0.2 mm). ونتيجة لذلك، تم إجراء التصوير البؤري بعد تفكيك الجهاز والتعريض المباشر لسطح العاج. بالإضافة إلى ذلك، لم يكن المجهر الفلوري قابلاً للتطبيق في هذا الجهاز لأن العتامة المتأصلة في العاج منعت التصور البصري المباشر للخلايا الملتصقة بسطحه.

يعد هذا القيد ذا صلة خاصة بتكوينات العضو على شريحة (OoC) المكدسة عمودياً، حيث يتم وضع القناة الدقيقة التي تحتوي على الخلايا أسفل قرص العاج، مما يؤدي إلى إعاقة الوصول البصري بسبب كل من طبقة PDMS العلوية وعتمة العاج نفسه. ولا يظهر هذا القيد في تصميمات الشرائح المكدسة أفقياً، حيث تمتد القنوات الدقيقة جانبياً بجوار العاج بدلاً من أن تكون أسفله، مما يسمح بالوصول البصري المباشر إلى السطح المزروع بالخلايا دون تداخل من عتمة العاج أو سمك PDMS. لذا، يجب أن يأخذ الاختيار بين تكوينات التكديس العمودي والأفقي في الاعتبار ليس فقط المتطلبات السائلة والبيولوجية، بل أيضاً أنماط التصوير المتاحة في المختبر. وفي نظام OoC، يلعب تصميم الجهاز دوراً هاماً، ويجب الحفاظ على البيئة الدقيقة لتكون أقرب ما يمكن إلى الظروف الحيوية (in vivo). ومثل معظم الأنسجة، يتعرض السن لمحفزات ميكانيكية ويظهر سلوكاً متباين الخواص (anisotropic) ³⁵، مما يعني أن خصائصه تختلف اعتماداً على اتجاه المحفز المطبق. علاوة على ذلك، توجد اختلافات نسيجية بين الجزء التاجي من معقد العاج واللب، حيث يترتب العاج والخلايا المكونة للعاج عمودياً، والجزء الجانبي، حيث تقع الخلايا المكونة للعاج بجوار العاج، مع وجود اختلافات ملحوظة في عدد الخلايا وتنظيمها واتجاه الأنابيب العاجية. وبالتالي، فإن تصميم الشريحة المكدسة عمودياً يوفر تمثيلاً تشريحياً أكثر دقة للآفات النخرية ومواد الترميم التي تؤثر على الجانب التاجي من معقد العاج واللب.

تُعد المعالجة الدقيقة لسطح البلازما ضرورية لتجميع الأجهزة بنجاح وتظل واحدة من التحديات الرئيسية في إنتاج الرقائق³⁶. في هذه الدراسة، حدث انفصال في الطبقات في 20% من الأجهزة المصنعة. وهذه النتيجة ليست مفاجئة لأن ربط PDMS–PDMS الذي تم تحقيقه باستخدام قلم بلازما محمول، كما هو مستخدم في الدراسة الحالية، يولد تركيزاً أقل من أنواع الأكسجين التفاعلية مقارنة بأنظمة غرف البلازما القائمة على الفراغ، والتي تسمح بتراكيز أكسجين أعلى من المستويات الجوية، وبالتالي تنتج عدداً أكبر من المجموعات السطحية التساهمية المتاحة للربط³⁶. ونتيجة لذلك، فإن قوة الربط التي يتم تحقيقها باستخدام قلم البلازما تكون بطبيعتها أقل وأقل قابلية للتكرار من تلك التي يتم الحصول عليها باستخدام غرفة بلازما مخصصة، وهو ما ساهم على الأرجح في معدل انفصال الطبقات الملحوظ. كما تطلبت عملية تحسين استراتيجية دمج العاج عدة تكرارات للتصنيع لتحقيق تلامس وثيق بين قرص العاج وطبقة PDMS الوسطى مع تقليل التسريب إلى أدنى حد. تضمن النهج الأولي تصنيع تجويف محدد مسبقاً داخل الطبقة الوسطى لوضع العاج؛ ومع ذلك، فإن التقطيع اليدوي للتجويف حال دون التكيف المتسق بين قرص العاج وحواف PDMS، مما أدى إلى حدوث تسريب أثناء حقن وسط المزرعة وأسفر عن معدل نجاح إجمالي للتصنيع يبلغ حوالي 50%.

تم تقييم مادة لاصقة لأطقم الأسنان لاحقاً لتحسين الإحكام عند الواجهة بين العاج وPDMS، إلا أن المجهر الإلكتروني الماسح أظهر تداخلاً مع التصاق الخلايا وانخفاضاً في رؤية الخلايا على سطح العاج. وبناءً على ذلك، تم تحسين البروتوكول النهائي عن طريق وضع قرص العاج مباشرة داخل القالب قبل صب PDMS بعناية حول العينة، مما أدى إلى تحسين دمج قرص العاج داخل الجهاز وتقليل الحاجة إلى مواد إحكام إضافية. وقد قضى هذا النهج بفعالية على التسريب عند الواجهة بين العاج وPDMS من خلال ضمان تلامس وثيق ومتطابق بين حواف قرص العاج وPDMS المحيط به، دون الاعتماد على عوامل إحكام ثانوية قد تتدخل في التصاق الخلايا بسطح العاج. كما يجب مراعاة العديد من القيود في الطريقة الحالية؛ حيث يظل تصنيع الأجهزة الموائع دقيقة معتمداً جزئياً على إجراءات المناولة اليدوية، مما قد يؤدي إلى تباين بين الأجهزة والمشغلين. وعلى الرغم من أن الطباعة الحجرية الضوئية توفر دقة عالية وقابلية للتكرار في تصنيع هندسة القنوات الدقيقة، إلا أن هذه العملية قد تتطلب معدات متخصصة وخبرة تقنية. وقد تسهل مناهج التصنيع البديلة، بما في ذلك تقنيات الطباعة ثلاثية الأبعاد، عملية بناء النماذج الأولية للأجهزة وإمكانية الوصول إليها في بعض المختبرات؛ ومع ذلك، فإن عوامل مثل دقة الطباعة، والمونومرات المتبقية، والتوافق الحيوي للمواد تتطلب تحسيناً دقيقاً³⁷.

يوفر الإمداد المستمر من الوسط بيئة مستقرة للخلايا ويحميها من تراكم الفضلات أو اختلال توازن الكالسيوم/الفوسفات¹⁶. وقد أظهرت دراسات عدة أن إجهاد القص الناتج عن التدفق المستمر يمكن أن يحاكي عمليات نقل الإشارات الميكانيكية المشابهة لتلك التي تحدث في الجسم الحي، والتي تعد محددات رئيسية لسلوك الخلايا³⁸^,³⁹، مما يساهم في تمايز الخلايا ونضجها ويحدث تغييرات ملحوظة في مورفولوجيا الخلايا وتعبيرها الجيني ووظيفتها³⁹. تصف الدراسة الحالية تصنيع الجهاز والتحقق الأولي من كفاءته، مع إثبات التصاق الخلايا وحيويتها بعد 24 h في ظروف الزرع الساكن؛ ولذلك، لم يتم تقييم تأثيرات التدفق الديناميكي. ويمثل تطبيق ظروف التدفق الديناميكي مساراً هاماً للأبحاث المستقبلية وسيتم تناوله في استقصاءات لاحقة. يوفر البروتوكول الحالي سير عمل قابلاً للتكرار لتصنيع جهاز "عضو على شريحة" (OoC) لمركب العاج واللب مكدس عمودياً يدمج العاج ضمن منصة مائعية دقيقة من الـ PDMS مكونة من ثلاث طبقات. وتشمل التطبيقات المحتملة لهذا النموذج استقصاء التفاعلات بين العاج والمواد الحيوية، والاستجابات الخلوية لمواد طب الأسنان، والتقييم المختبري للواجهة بين العاج واللب تحت ظروف تجريبية مضبوطة.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصرح المؤلفون بعدم وجود أي مصالح مالية متضاربة، وأنه لا توجد لديهم أي تضاربات في المصالح للإفصاح عنها.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من خلال المشروع DIM24-0004 والمشروع PP24-0031، مديرية الأبحاث، جامعة لا فرونتيرا (Universidad de La Frontera)؛ ومنحة FONDECYT Regular رقم 1260116؛ ومنحة FONDECYT de Iniciación رقم 11230701، الوكالة الوطنية للبحث والتطوير (ANID)، تشيلي.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسم	الشركة	رقم فهرسي	التعليقات
<قوي>المواد البيولوجية والكيميائية
الأسيتون	ExpertQ	سولف 8	تنظيف رقاقة السيليكون
وسط زراعة Alpha MEM	Cytiva	SH30265.02	وسط زراعة الخلايا الجذعية لللب السني
كلورامين (0.5%)	Merck	7080-50-4	محلول تخزين أقراص العاج
الخلايا الجذعية لب لب الأسنان	غير قابل للتطبيق	غير قابل للتطبيق	زراعة الخلايا الأولية. راجع الخطوتين 3.2.1 و3.2.2
إيديتات (10%)	وينكلر	N2222158E	إزالة طبقة اللطخة
مقاوم ضوئي سلبي قائم على الإيبوكسي	Gersteltec	GM1060	تصنيع قوالب الطباعة الحجرية الضوئية
غلوتارالدهيد (2.5%) في محلول سورينسن (0.1 مولار)’محلول فوسفات منظم	Sigma-Aldrich	210908-06	تثبيت العينات للمجهر الإلكتروني الماسح (SEM)
أسنان بشرية سليمة (أضراس أو ضواحك)	غير قابل للتطبيق	غير قابل للتطبيق	عينة بشرية
إيزوبروبانول	إكسبرت كيو (ExpertQ)	SOLV 16	تنظيف الرقاقة، وإيقاف التحميض، وتنظيف مادة PDMS
طقم قياس الحيوية LIVE/DEAD	Sigma-Aldrich	451	صبغ الحيوية الفلوري.
محلول ملحي منظم بالفوسفات (PBS)	Corning	46-013-CM	الغسيل واختبار التسرب
قاعدة وعامل معالجة الـ PDMS (بوليديميثيل سيلوكسان)	داو	Sylgard 184	تصنيع الجهاز
PGMEA	Sigma Aldrich	484431	تحميض المقاوم الضوئي
صبغة تريبان الزرقاء	Sigma Aldrich	T8154-100 مل	تقييم حيوية الخلايا
تريبسين	Corning	25-053-CI	فصل الخلايا
مياه فائقة النقاء	Cytiva	SH30529.01	محلول الغسيل
<قوي>المستهلكات والأدوات المختبرية
إبر محاقن بقياس 19G	Vmatic	VCB19050	توصيل الجهاز بمضخة دقيقة أو محقنة
مخرم الخزعة (القطر: 1 مم)	هاريس يونيكور (Harris Unicore)	WHAWB100073	تصنيع منافذ المدخل والمخرج
بساط تقطيع	Nicecool	غير قابل للتطبيق	حماية السطح أثناء التثقيب
أقراص الإنهاء السنية (مثل Sof-Lex)	3M	Sof-Lex	تلميع العاج
وصلات تحويل من لور (Luer) الأنثوية إلى وصلات مسننة	Runze Fluidics	RH-M016	توصيل الأنابيب
عصا خلط زجاجية أو بلاستيكية	ديوران	غير قابل للتطبيق	خلط الـ PDMS
محاقن تحت الجلد	توت البري	pc-12246	استزراع الخلايا واختبار التسرب
شاش معقم خالٍ من الوبر	ليندرسون	غير قابل للتطبيق	إزالة بقايا الثقب
وصلات لور الذكرية	Runze Fluidics	RH-G016	توصيل الأنابيب
وعاء خلط	ديوران	غير قابل للتطبيق	تحضير الـ PDMS
طبق بتري (140 مم) × ٢٠ مم)	Deltalab	2000219	زراعة الخلايا/التحضين
قاعدة من بولي تيترا فلورو إيثيلين	CCTVal	غير قابل للتطبيق	تصنيع طبقة العاج البينية
رقاقة السيليكون	جياوزو كوميرشال فاين وين (Jiaozuo Commercial FineWin)	غير قابل للتطبيق	تصنيع القوالب
أنبوب سيليكون	Runze Fluidics	96421	التوصيل المائعي
دورق T75	Corning	353136	توسيع الخلايا الجذعية لب لب الأسنان
صفيحة الآبار	SPL Life Sciences	30006	تحضير صبغ وتصوير المجهر البؤري (Confocal)
<قوي>الأجهزة والأدوات
مجفف الهواء	ميتالبلان (METALPLAN)	TITAN-040	تجفيف الهواء المضغوط
مصدر للهواء المضغوط	شولتز	CSD-18.1	تنظيف العفن والأسطح
المجهر البؤري (Confocal microscope)	Olympus	غير قابل للتطبيق	الطراز: FV1000
نظام الليثوغرافيا المباشرة بالليزر	هايدلبرغ	uPG 101	تعريض المقاوم الضوئي
المجهر الإلكتروني الماسح البيئي	Hitachi	غير قابل للتطبيق	الطراز: Quanta 400
قبضة يدوية عالية السرعة	ناكانيشي	غير قابل للتطبيق	الطراز: Pana-max2
لوح تسخين	لاب تيك (LabTech)	EH20A Plus	تجفيف الرقاقة حرارياً وتجفيف المقاوم الضوئي حرارياً
خزانة التدفق الصفائحي	BioBase	BBS8V1708313D	تعقيم الأجهزة
مضخة مائعية دقيقة	عصر جديد	غير قابل للتطبيق	الطراز: 1002X-ES. اختبار التسرب عند 10 µلتر/دقيقة
قالب ذو بنية مجهرية (مُصنع عبر الطباعة الحجرية الضوئية)	CCTVal	غير قابل للتطبيق	راجع الخطوة 2.2 لمعرفة مواصفات تصنيع القالب
فرن أو حاضنة	Memmert	UN110	معالجة PDMS عند 50 درجة مئوية°توطيد الروابط وC عند 75°سي
غرفة تنظيف بالبلازما تحت الفراغ	بلازما فاري	GD-5	تنشيط الرقاقة بالبلازما
بلازما كورونا محمولة باليد	أورورا برو ساينتيفيك (Aurora Pro Scientific)	APS-CD-20AC	تنشيط البلازما لـ PDMS
جهاز الموجات فوق الصوتية (Ultrasonicator)	إلما سونيك (Elma Sonic)	S 10 (H)	تنظيف الرقاقة
غرفة تفريغ أو مجفف (250 مم)	وينجلاس	غير قابل للتطبيق	إزالة الغازات من الـ PDMS
مضخة تفريغ	هزاز	300	إزالة الفقاعات من الـ PDMS

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schlüter KD. The use of animals in physiological science: the past, the present, and the future. Pflugers Arch. 2024;476(11):1653-63.
Robinson NB, et al. The current state of animal models in research: a review. Int J Surg. 2019;72:9-13.
Nakashima M, et al. Animal models for stem cell-based pulp regeneration: foundation for human clinical applications. Tissue Eng Part B Rev. 2019;25(2):100-13.
Ribeiro AB, et al. Short-term effect of ligature-induced periodontitis on cardiovascular variability and inflammatory response in spontaneously hypertensive rats. BMC Oral Health. 2021;21(1):515.
IQVIA Institute. Global trends in R&D 2022. IQVIA Institute; 2021.
Loewa A, Feng JJ, Hedtrich S. Human disease models in drug development. Nat Rev Bioeng. 2023;1:1-15.
Paul SM, et al. How to improve R&D productivity: the pharmaceutical industry's grand challenge. Nat Rev Drug Discov. 2010;9(3):203-14.
Rosa V, et al. A critical analysis of research methods and biological experimental models to study pulp regeneration. Int Endod J. 2022;55(Suppl 2):446-55.
França CM, et al. The tooth on-a-chip: a microphysiologic model system mimicking the biologic interface of the tooth with biomaterials. Lab Chip. 2020;20(2):405-13.
Zhang H, et al. Research and development of microenvironment's influence on stem cells from the apical papilla: construction of novel research microdevices, tooth-on-a-chip. Biomed Microdevices. 2024;26(3):33.
Han JJ. FDA Modernization Act 2.0 allows for alternatives to animal testing. Artif Organs. 2023;47(3):449-50.
Leung C, et al. A guide to the organ-on-a-chip. Nat Rev Methods Primers. 2022;2:33.
Whitesides GM. The origins and the future of microfluidics. Nature. 2006;442:368-73.
Belin S, Zuloaga KL, Poitelon Y. Influence of mechanical stimuli on Schwann cell biology. Front Cell Neurosci. 2017;11:347.
Jansen KA, et al. A guide to mechanobiology: where biology and physics meet. Biochim Biophys Acta. 2015;1853(11):3043-52.
Atif AR, et al. A microfluidics-based method for culturing osteoblasts on biomimetic hydroxyapatite. Acta Biomater. 2021;127:327-37.
Soragni C, et al. A versatile multiplexed assay to quantify intracellular ROS and cell viability in 3D on-a-chip models. Redox Biol. 2022;57:102488.
Ingber DE. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nat Rev Genet. 2022;23(8):467-91.
Huang C, et al. The application of organs-on-a-chip in dental, oral, and craniofacial research. J Dent Res. 2023;102(4):364-75.
Rodrigues NS, et al. Biomaterial and biofilm interactions with the pulp-dentin complex-on-a-chip. J Dent Res. 2021;100(10):1136-43.
Cordiale A, et al. An innovative "tooth-on-chip" microfluidic device emulating the structure and physiology of the dental pulp tissue. Adv Healthc Mater. 2025. doi:10.1002/adhm.202502080.
Sanz-Serrano D, Mercade M, Ventura F, Sánchez-de-Diego C. Engineering a microphysiological model for regenerative endodontic studies. Biology. 2024;13(4):221.
Qi Y, et al. Fabrication of tapered fluidic microchannels conducive to angiogenic sprouting within gelatin methacryloyl hydrogels. J Endod. 2021;47(1):52-61.
Hu Q, et al. Gum-on-a-chip exploring host-microbe interactions: periodontal disease modeling and drug discovery. J Tissue Eng. 2025;16:20417314251314356.
Svanberg S, et al. "Periodontal ligament-on-chip" as a novel tool for studies on the physiology and pathology of periodontal tissues. Adv Healthc Mater. 2024;13:e2303942.
Mishra A, et al. Fluid flow-induced modulation of viability and osteodifferentiation of periodontal ligament stem cell spheroids-on-chip. Biomater Sci. 2023;11(22):7432-44.
Rahimi C, et al. Oral mucosa-on-a-chip to assess layer-specific responses to bacteria and dental materials. Biomicrofluidics. 2018;12(5):054106.
Dhall A, et al. A dental implant-on-a-chip for 3D modeling of host-material-pathogen interactions and therapeutic testing platforms. Lab Chip. 2022;22(24):4905-16.
Franca CM, et al. In vitro models of biocompatibility testing for restorative dental materials: from 2D cultures to organs-on-a-chip. Acta Biomater. 2022;150:58-66.
Hu S, et al. Characterization of silver diamine fluoride cytotoxicity using microfluidic tooth-on-a-chip and gingival equivalents. Dent Mater. 2022;38(8):1385-94.
Niu L, et al. Microfluidic chip for odontoblasts in vitro. ACS Biomater Sci Eng. 2019;5(9):4844-51.
Sriram G, Makkar H. Microfluidic organ-on-chip systems for periodontal research: advances and future directions. Front Bioeng Biotechnol. 2025;12:1490453.
Pierfelice TV, et al. A systematic review on organ-on-a-chip in PDMS or hydrogel in dentistry: an update of the literature. Gels. 2024;10(2):102.
Baeza-Fernández J, Bucchi C. Organ-on-a-chip devices to simulate the dentin-pulp complex: a qualitative systematic review. Ann Biomed Eng. 2026. doi:10.1007/s10439-026-04058-0.
Arola D, et al. Transition behavior in fatigue of human dentin: structure and anisotropy. Biomaterials. 2007;28(26):3867-75.
Kratz SRA, et al. A compression transmission device for the evaluation of bonding strength of biocompatible microfluidic and biochip materials and systems. Sci Rep. 2020;10(1):1400.
Carvalho V, et al. 3D printing techniques and their applications to organ-on-a-chip platforms: a systematic review. Sensors (Basel). 2021;21(9):3304.
LeGoff L, Lecuit T. Mechanical forces and growth in animal tissues. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2015;8(3):a019232.
Akimoto S, et al. Laminar shear stress inhibits vascular endothelial cell proliferation by inducing cyclin-dependent kinase inhibitor p21(Sdi1/Cip1/Waf1). Circ Res. 2000;86(2):185-90.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

PDMS

تصنيع جهاز "عضو على شريحة" لمعقد العاج واللب مكدس عمودياً باستخدام قرص عاج بشري

في هذه المقالة

ملخص

الملخص

المقدمة

البروتوكول

النتائج

المناقشة

الإفصاحات

شكر وتقدير

المواد

المراجع

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

مقالات ذات صلة