مقالة منهجية

إنشاء نموذج موثوق لتمدد الشريان الأبهر البطني في الفأر باستخدام تحسيس الإيلاستين وإلاستاز المحيط بالأوعية الدموية

DOI:

10.3791/72015

⸱

يونيو 26, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, Department of Surgery, Indiana University School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوفر هذا البروتوكول طريقة متكررة وموثوقة لتحفيز تمدد الشريان الأبهر البطني (AAAs) في فئران C57BL/6 باستخدام تحسس الإيلاستين وتطبيق الإيلاستاز حول الأوعية الدموية، كنموذج AAA يتضمن مكون تحسس المناعي.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تدهور المصفوفة الصفحية المرنة في جدار الشريان الأبهر البطني هو سمة نسيجية في تمدد الشريان الأبهر البطني (AAA). تشير الأدلة المتزايدة إلى أن تحلل الإلاستين والاستجابات المناعية المرتبطة به للمضيف في التسبب في مرض AAA. النمذجة الفعالة لهذه العمليات مهمة لتحسين فهم وعلاج هذا المرض الشائع. بينما استخدمت نماذج AAA السابقة تقنيات تعطيل الإيلاستين لتحفيز التمدد الوعري، فإن الاستخدام الفردي للإيلاستين في العديد من هذه النماذج لا يأخذ في الحسبان الاستجابة المناعية المستمرة ضد الإلاستين ومنتجات تحلله (EDP). لنمذجة هذه الاستجابة المناعية المستمرة، طورنا نموذجا يضع حساسية على فئران C57BL/6 ل EDP عن طريق حقن EDP تحت الجلد قبل 7 أيام من جراحة تحفيز تمدد الأوعية. تبدأ جراحة تحفيز التمدد الدهني مع تعرض الشريان الأبهر البطني وتطبيق الإيلاستاز الموضعي في الحجرة حول الشريان الأورطي، بهدف تعريض الإيلاستين وEDP على الشريان الأبهر في الفأر. مع كشف هذه القطع، يجب أن يبني الحيوان استجابة مناعية ضد هذه المستضدات التي كان حساسا لها سابقا. إعادة حقن EDP "المعززة" بعد 7 أيام تساعد في نشر هذه الاستجابة المناعية. هنا، نصف بروتوكول إنشاء AAA بشكل موثوق في فئران C57BL/6 عبر تحسيس متعدد باستخدام EDP، تليها جراحة الحث AAA مع تطبيق الإلستازيم حول الأوعية الدموية. يمكن إنشاء هذا النموذج بسرعة وبتكلفة متوسطة، مع تحفيز >30٪ توسع الأبهر في 82٪ من الفئران بواسطة الميكرومترية بالفيديو و73٪ عن طريق قياس الموجات فوق الصوتية، و>50٪ توسع في 64٪ بواسطة الميكرومترية بالفيديو و27٪ بالموجات فوق الصوتية، كما تم قياسه في اليوم 21 بعد الجراحة التحريضية. ترتبط هذه التقنية أيضا بمعدل بقاء أثناء العملية بنسبة 95٪.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمدد الأوعية الدموية الأبهرية البطنية (AAA) يؤثر على >35 مليون شخص حول العالم، و4–8٪ من الرجال الذين تتراوح أعمارهم بين 65-80سنة 1,2. التمزق، وهو أكثر مضاعفات AAA تدميرا، يحدث عادة عندما يتجاوز الإجهاد الميكانيكي للجدار في تمدد الأوعية قوة نسيج الأبهر، مما يؤدي إلى نزيف هائل ومعدل وفيات إجمالي يبلغ 80-90٪3,4. الإدارة الحالية تهدف إلى الوقاية، مع إجراء فحص بالموجات فوق الصوتية للأشخاص المعرضين لخطر الجراحة والإصلاح الجراحي عندما يتجاوز خطر التمزق خطر الإصلاح، وعادة ما يكون قطره 5.5سم. ومع ذلك، فإن معظم حالات AAA لا تظهر عليها أعراض، وكثير منها يتم تشخيصه بالصدفة6. لذلك، يجب بذل جهود لتحديد المرضى ذوي المخاطر العالية وتطوير علاجات غير جراحية لتقليل نمو AAA، وبالتالي خطر التمزق.

لتطوير علاجات طبية لمضادات AAA، يجب فهم المرض بشكل أفضل. تستخدم حاليا عدة نماذج تجريبية، بما في ذلك نماذج الحيوانات الصغيرة التي تستخدم تسريب أنجيوتنسينII 7، وزراعة الكسينوغرافتين8، وتطبيق كلوريد الكالسيوم9، وتطبيق الإيلاستاز 11 في التسريب10 و/أو الموضعي لإيلاستاز11. كل من هذه النماذج يستخدم فهما مختلفا للأساس المرضي ل AAA، وقد تم تعديل أو تحسين أو دمج معظمها مع طرق أخرى منذ نشأتها.

ومن المهم أن علم الأنسجة AAA يظهر فقدان مصفوفة الإيلاستين الصفائحية الطبيعية، والذي يلاحظ أيضا في أنسجة الرئة في أمراض الرئة الانسدادية المزمنة12,13. تحلل الإيلاستين عبر نشاط ماتريكس ميتالوبروتيناز يوفر رابطا مهما بين مسببات مرض AAA والتدخين، وهو عامل خطر قابل للتعديل في تكوين AAA12،14. ومن الجدير بالذكر أن انخفاض الإيلاستين الأبهري، واضطراب ألياف الإيلاستين، وزيادة ببتيدات الإيلاستين الدورية لوحظ في AAA البشري، وترتبط بزيادة تمدد جدار AAA15,16. لذلك، فإن تحفيز تحلل الإيلاستين أمر بالغ الأهمية لإنشاء نموذج AAA قابل للترجمة. نماذج AAA الحالية التي تعتمد على تحلل الإيلاستين، رغم فعاليتها، يمكن أن تتعقد بسبب ارتفاع معدلات وفيات الحيوانات في الحيوانات، خاصة في النماذج التي تستخدم قنعةالأبهر 17، وبسبب عدم انتظام تكوين تمدد الأوعية، خصوصا في النماذج التي تعتمد فقط على تطبيق الإيلاستين الموضعي18. علاوة على ذلك، جميع النماذج التي تعتمد على جراحات الحث تخضع لمنحنيات تعلم المشغلين والتغيرات التقنية.

لمعالجة هذه المشكلات، نستفيد من الاستجابة المناعية للمضيف لتحسس الحيوانات للإيلاستين عن طريق حقن منتجات تحلل الإيلاستين (EDP). بعد أسبوع، تجري جراحة تحفيز تمدد الأوعية الدموية بطريقة موحدة تدريجيا، باستخدام تطبيق الإلاستاز حول الشريان الأورطي لإنشاء حلقات EDP للمضيف الحساس لتنفيذ استجابة مناعية ضدها. تضمن التحسس المعزز لEDP بعد أسبوع من جراحة التحفيز استمرار استجابة المضيف. يمكن التحسس المناعي المتكرر من توسيع الأبهر بشكل موثوق. نستخدم نموذج AAA للفئران بسبب انخفاض التكلفة، وسهولة الصيانة، وتطور الأمراض السريع، والاتساق التقني.

هذا النموذج لا يؤدي بشكل موثوق إلى تمزق الأبهر، ولذلك ليس مخصصا لدراسة العوامل المرتبطة بتمزق AAA. ومع ذلك، فإن هذا النموذج ينتج بشكل موثوق توسع الأبهر التدريجي حتى بعد 21 يوما من الجراحة التحفيزية. وبالتالي، فإن النموذج مناسب لدراسة الأساليب العلاجية التي قد تقلل أو تعكس توسع الشريان الأبهر أثناء تكوين التمدد الدهني.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. تصوير الموجات فوق الصوتية

  1. جهز الفأر
    1. ضع الفأر في غرفة تحفيز التخدير.
    2. أعط الإيزوفلوران المستنشق بنسبة 1.8−2٪ والأكسجين حتى يتم تخدير الفأر. تأكد من توصيل عبوات غاز التخدير بجهاز التخدير لتقليل تعرض المشغل للمخدرات المتطايرة عند استخدام الإيزوفلوران.
    3. ضع الفأر في وضع الاستلقاء على الظهر على مسرح يسخن إلى 37 درجة مئوية مع وضع أنف الفأر في مخروط أنف التخدير.
    4. قم بلصق الأطراف الخلفية على المسرح بشريط تسميات.
    5. ضع مادة إزالة الشعر باستخدام أداة تطبيق ذات طرف قطني على البطن وانتظري 30 ثانية.
    6. قم بإزالة شعر البطن باستخدام وسادة شاش قطنية بحجم 5 سم × 5 سم.
    7. ضع جل نقل الموجات فوق الصوتية الدافئ على بطن الفأر.
  2. ضع مسبار موجات فوق صوتية 38 ميجاهرتز على البطن وحدد حزام الحوض.
  3. حدد الشريان الأبهر كهيكل أنبوبي في منتصف الخط لا ينضغط مع ضغط معتدل موجه للخلف عبر مسبار الموجات فوق الصوتية.
    ملاحظة: يظهر الوريد الأجوف السفلي (IVC) كبنية ضوئية على يمين الشريان الأورطي للفأر ويكون قابلا للانضغاط بضغط معتدل موجه للخلف يمارس عبر مسبار الموجات فوق الصوتية.
  4. قس القطر الأمامي-الخلفي للشريان الأبهر البطني فقط عند الرأس حتى نقطة الانفصال.
  5. حرك المجس بالقرب من الشريان الأبهر وحدد الوريد الكلوي الأيسر الذي يعبر أمام الشريان الأورطي ويدخل الوريد الداخلي.
  6. قس القطر الأمامي-الخلفي للشريان الأبهر البطني الذي يكون ذيبا فقط إلى النقطة التي يعبر فيها الوريد الكلوي الأيسر أمامي إلى الشريان الأبهر البطني.
  7. حرك المجس بالقرب من الوضع وحدد الحجاب الحاجز.
    ملاحظة: يمكن التعرف على الحجاب الحاجز على أنه شريط فرط صدى يمتد فقط إلى الرأس إلى الكبد.
  8. قس القطر الأمامي-الخلفي للشريان الأبهر البطني الذي يكون ذيبا فقط حتى النقطة التي يدخل فيها البطن.
  9. ضع الفأر في قفصه أو في سلة استرداد مبطنة بالمناشف ووضعها على مسرح يسخن حتى 37 درجة مئوية.
  10. راقب الفأر حتى يخرج من التخدير.

2. التحسس الأولي للإيلاستين

  1. حضر منتجات تحلل الإيلاستين (EDP) أثناء ارتداء معدات الحماية الشخصية، بما في ذلك القفازات وحماية العين وأقنعة الوجه.
    1. احصل على تركيبة من إلاستاز البنكرياس في المورس في تعليق PBS بمقدار 0.475 وحدة/مل (4.75 وحدة/ملغ بروتين).
    2. خذ 168 ميكرولتر من الإيلاستاز وأضفه إلى 5 ملغ من إيلاستين الفأر. أضف 200 ميكرولتر أخرى من محلول ملحي مخزن الفوسفات 1X (PBS) إلى هذا الخليط، ثم الماصة لتخلطه.
    3. حضن خليط الإلاستاز والإيلاستين عند 37 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة مع تحريك خفيف متقطع.
    4. أضف 632 ميكرولتر بارد 1X PBS إلى خليط الإيلاستاز والإيلاستين.
    5. أضف 1 مل من المساعد الكامل لفرويند.
  2. ضع الفأر في غرفة تحفيز التخدير.
  3. أعط الإيزوفلوران المستنشق بنسبة 1.8−2٪ والأكسجين حتى يتم تخدير الفأر.
  4. ضع الفأر في وضعية الاستلقاء على مسرح يسخن إلى 37 درجة مئوية مع وضع أنف الفأر في مخروط أنف التخدير.
  5. حقن 50 ميكرولتر من EDP تحت الجلد في كل جانب ليصبح المجموع 100 ميكرولتر EDP في كل فأر.
  6. ضع الفأر في سلة استرداد مبطنة بالمناشف ووضعها على مسرح يسخن حتى 37 درجة مئوية.
  7. راقب الفأر حتى يخرج من التخدير.

3. التحضير للجراحة

  1. جهز الأدوات الجراحية.
    1. قم بتجميع عدة جراحية تحتوي على ملقطين مسننين، ملقط مستقيم حاد، ملقط حاد مائلا، مفتاح إبرة واحد، مقص، على الأقل 3 ملاقط مغناطيسية ذاتية الثبات، دباسة جلدية واحدة، وغطاء زجاجة بولي بروبيلين واحد.
    2. أضف غرزة مضفرة بحمض البولي غليكوليك 4-0 إلى المجموعة بطريقة معقمة قبل الجراحة مباشرة.
    3. ملاحظة: حجم الغرز 3-0 أو 5-0 سيكون كافيا أيضا.
    4. املأ غطاء زجاجة البولي بروبيلين بزيت PBS معقم 1X.
      ملاحظة: يتم وضع زجاجة من PBS معقمة 1X في دفء عند 37 درجة مئوية لإعادة التعبئة.
  2. جهز الإيلاستاز.
    1. قم بتخفيف 27 ميكرولتر من إلاستاز البنكرياس الخنزيري بتركيز 5.1 ملغ/مل (≥4.0 وحدات/ملغ بروتين) إلى 73 ميكرولتر من 1X PBS لحجم نهائي 100 ميكرولتر للجراحة على 10 فئران (10 ميكرولتر/فأر).
    2. جهز جناح الجراحة.
    3. قم بتعقيم كأس من أدوات التطبيق ذات الطرف القطني، وأدوات تطبيق ذات طرف مدب بطرف قطني، وشاش بحجم 5 سم × 5 سم، وضعها بجانب الصواني الجراحية قبل الجراحة.
    4. ضع مرحلة جراحية مغناطيسية على وسادة تسخين مضبوطة على 37 درجة مئوية على مرحلة المجهر. قم بتثبيت وسادة التدفئة في مكانها على مرحلة المجهر، لكن اترك المكون المغناطيسي غير مربوط للسماح بإعادة تموضعها أثناء الجراحة.
    5. ضع وسادة ماص أو منشفة ورقية على وسادة التدفئة. اطو شاشا بحجم 5 سم × 5 سم إلى نصفين وضعه تحت مخروط أنف التخدير.
    6. ضع كوبا بحجم 30 مل مملوءا بمادة إزالة الشعر، وكوب 30 مل مملوء ببوفيدون-يود بنسبة 5٪، وأنبوب من مزلق العين، وشريط جراحي، وشاش غير معقم بحجم 5 سم × 5 سم، وأجهزة تطبيق غير معقمة برأس قطني، ومسحات كحول محكمة الإغلاق بمقاس 5 سم × 5 سم، ولفة من فيلم الطعام اللاصق، وزجاجة رش تحتوي على إيثانول بنسبة 70٪ بالقرب من منطقة الجراحة.
    7. سحب 1.3 ملغ/مل بوبرينورفين ممتد الإطلاق إلى حقنة 1 مل بحجم 75 ميكرولتر لكل فأر، بجرعة 3.25 ملغ/كغ في فأر بوزن 30 جرام.
  3. جهز الفأر للجراحة.
    1. قس وسجل وزن الفأر بالجرام.
    2. ضع الفأر في غرفة تحفيز التخدير.
    3. أعط الإيزوفلوران المستنشق بنسبة 1.8−2٪ والأكسجين حتى يتم تخدير الفأر.
    4. ضع الفأر في وضع الاستلقاء على الظهر على مسرح يسخن إلى 37 درجة مئوية مع وضع أنف الفأر في مخروط أنف التخدير.
    5. حقن 75 ميكرولتر من البوبرينورفين تحت الجلد.
    6. قم بلصق الأطراف الخلفية على المسرح بشريط تسميات.
    7. ضع مادة إزالة الشعر باستخدام أداة تطبيق ذات طرف قطني على البطن وانتظري 30 ثانية.
    8. قم بإزالة شعر البطن باستخدام وسادة شاش قطنية بحجم 5 سم × 5 سم.
    9. ضع مزلق العين على عيني الفأر.
    10. ضع البوفيدون-يود على بطن الفأر باستخدام وسادة شاش بحجم 5 سم × 5 سم واتركه ليجف.
    11. امسح البطن باستخدام مسحات كحول بحجم 5 سم × 5 سم. أعد وضع البوفيدون-يود ودعه ليجف.
    12. اختبر التخدير عن طريق قرص إصبع قدم الفأر والتأكد من عدم وجود استجابة.
    13. ضع طبقة من طبقة الطعام اللاصقة فوق مرحلة الجراحة.
    14. رش المرحلة الجراحية بنسبة 70٪ إيثانول واتركها تجف.
    15. اغسل يديك وارتد قفازات جراحية معقمة.

4. إجراء الجراحة (بعد 7 أيام من تحسس الإيلاستين الأولي)

  1. كشف الشريان الأبهر البطني.
    1. قم بعمل شق جلدي باستخدام المقص أو المشرط على طول خط منتصف البطن لمسافة ~3 سم، بدءا من 0.5−1 سم من الرأس إلى القضيب وامتد إلى 0.5 سم ذيفي إلى العضلة الزيفويدية.
    2. أمسك الجلد باستخدام ملقط مسنن واسحب بلطف للأعلى لتحديد الخط الأرقي، الذي سيظهر كمستوى وعائي وعائي بين عضلات المستقيم.
    3. باستخدام المقص، اقطع خط الحافة مع الاستمرار في سحب الجلد للأعلى للأعلى باستخدام المقص. احرص على قص الخطوط الألبية فقط، وتجنب الهياكل داخل البطن.
    4. ضع مراجعات مغناطيسية ذاتية الثبات، حيث يسحب أحدها الجانب الأيمن من جدار البطن، والآخر يسحب الجانب الأيسر من جدار البطن، والآخر يسحب الهياكل في الجانب الذيلي من الشق، مثل المثانة والحويصلات المنوية.
    5. باستخدام أجهزة تطبيق مبللة ذات رؤوس قطنية، قم بإزالة أحشاء الأمعاء عن نفسك وغطها بشاش رطب بحجم 5 سم × 5 سم. بدلا من ذلك، قم بتعبئة الأمعاء باستخدام شاش رطب ملفوف بحجم 5 سم × 5 سم في الجانب الأيسر من بطن الفأر.
      ملاحظة: اعتمادا على تشريح الفأر ومكان أجهزة السحب الكهربائية، قد يتم تمزيق الأمعاء أو تثبيتها في الاتجاه المعاكس لتحقيق أفضل رؤية بصرية.
    6. حدد شريان الأورط البطني وشريان البطن في الخط الخلفي الأوسط.
    7. باستخدام أجهزة تطبيق ذات أطراف قطنية، تدخل الحوض الخلفي عن طريق فتح طبقة الأنسجة بلطف التي تغطي البنى الوعائية الخلفية.
      ملاحظة: الضغط الموجه للخلف على النسيج المعني، ثم سحب أطراف أدوات القطن بعيدا عن بعضها البعض، يطبق مستويات أكبر من التماسك. للحصول على تماسك أكثر لطفا، قم بتدوير أطراف أدوات القطن في اتجاهين متعاكسين.
    8. ضع المراجع الجانبية أعمق للحصول على شد ورؤية أفضل للشريان الأبهر.
    9. استمر في استخدام أجهزة الطبق ذات الطرف القطني لفصل الشريان الأورطي البطني عن الشريان البطني الانفرارينال بلطف مع تجنب تحرير الوصلات الجانبية للأبهر الأورطي في هذه المرحلة.
    10. استمر في تطوير المستوى بين IVC والشريان الأبهر حتى يصبح هناك فراغ مثلث بين الشريان الأورطي وIVC (الشكل 1).
      ملاحظة: عادة ما تكون هذه الخطوة الأسهل عند التوصيل إلى الوريد الكلوي الأيسر.
    11. باستخدام تشريح غير حاد أو ملقط حاد، يتم تحرير وصلات الأبهر الجانبية عن طريق سحب الشريان الأبهر بعيدا عن النسيج الضام والعضلات القطنية على يسار الفأر.
    12. ضع الملقط الحاد المائل في المساحة المطورة بين الشريان الأبهر والمقعد الصناعي، وافتح وأغلق الملقط بلطف بشكل متكرر لفتح وصلات الأبهر الخلفية.
    13. باستخدام نفس تقنية الفتح والإغلاق، طور المستوى الخلفي على طول الشريان الأبهر، من الرأس إلى الذيل.
    14. احصل على صورة ميكرومترية فيديو للشريان الأبهر بالكامل واحتفظ بها للتحليل.
  2. ضع إيلاستاز حول الأوعية الدموية.
    1. باستخدام ماصحة، أسقط 10 ميكرولتر من محلول الإيلاستاز على طول الشريان الأبهر المكشوف.
      ملاحظة: من خلال تشريح الأنسجة الإنسية والجانبية فقط للشريان الأبهر، يخرج مزار يتجمع فيه الإلستازي.
    2. ضع وسادات شاش مبللة بحجم 5 سم × 5 سم فوق البطن المفتوح ودع محلول الإيلاستاز يحتضن لمدة 10 دقائق.
    3. قم بإزالة غطاء الشاش وغسل البطن بمحلول PBS معقم 1X ثلاث مرات لإزالة محلول الإيلاستاز المتبقي.
  3. أغلق البطن.
    1. أعد الأعضاء البطنية إلى مواقعها الأصلية. راقب وقم بإزالة أي التواء أو انحناء في الأمعاء.
    2. باستخدام الملقط المسنن، قم بتقشير عضلة المستقيم واللفافة بعيدا عن الجلد لتشكيل شريحة جلدية بحجم 0.25 سم.
    3. أغلق اللفافة البطنية باستخدام خياطة مضفرة 4-0 بحمض البولي غليكوليك (أو ما شابه) بطريقة جري بسيطة، مع الحرص على دمج زوايا الجرح وتحريك مسافة لا تزيد عن 2 مم بين اللدغات.
    4. ثبت الجلد العلوي معا باستخدام دبابيس 3−4.

5. الرعاية بعد العملية

  1. أخرج الفأر من مرحلة الجراحة وضعه في سلة تعافي مبطنة بالمناشف ووضعها على مرحلة تسخن إلى 37 درجة مئوية.
  2. راقب الفأر حتى يخرج من التخدير.
  3. راقب الفأر يوميا بعد العملية لمدة 4 أيام، مع ملاحظة الصحة العامة وحالة الشق البطني.
  4. بعد العملية، قم بإجراء إعادة تصوير الموجات فوق الصوتية كما هو موضح أعلاه لمراقبة نمو تمدد الأوعية.
  5. قم بإزالة الدبابيس بعد أسبوع من الجراحة أو في وقت الأسبوع الأول من الموجات فوق الصوتية.

6. تكرار تحسس الإيلاستين (بعد 7 أيام من جراحة تحفيز تمدد الأوعية)

  1. نفذ نفس الخطوات الموضحة أعلاه لتحسس الإيلاستين الأولي عن طريق تحضير حل EDP بنفس الطريقة، مع استبدال واحد لمساعد فرويند غير المكتمل بدلا من المساعد الكامل.

7. إجراءات حصاد الأنسجة

  1. احصد الأنسجة في اليوم الحادي والعشرين بعد العملية لإجراء تحليلات متنوعة.
  2. جهز الفأر بنفس الطريقة التي تم بها في عملية الحث.
  3. كشف الشريان الأبهر مرة أخرى بنفس الطريقة التي حدثت أثناء عملية الحث، مع الحرص على عدم إتلاف أي عينات سيتم جمعها للتحليل النسيجي.
    ملاحظة: في هذه المرحلة، سيكون الفأر قد تطور ندبا لاصقا، لذا قد يكون من الضروري استخدام تشريح حاد باستخدام ملقط بدلا من التشريح القوي.
  4. احصل على صور ميكرومترية الفيديو.
  5. قم بإجراء ثقل قلبي لجمع الدم للتحليل وقتل الفأر.
  6. استخدم الفأر للتحليل أثناء ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة، بما في ذلك القفازات، واقي العين، وأقنعة الوجه.
    1. إذا تم تخصيص الأنسجة لتحليل التدفق الخلوي (أو تحليل مشابه)، قم بتركيب 1X PBS على البطين الأيسر بدون موسع وعائي بحجم 100−120 مم زئبق ليصبح حجم 8 مل.
    2. إذا تم تخصيص الأنسجة لتحليل PCR، قم بتركيب 1X PBS على البطين الأيسر مع موسع وعائي (0.1 ملليمولايتر أدينوزين و0.01 ملليمول نيتروبروسيد الصوديوم) متبوعا بمحلول تثبيت RNA.
    3. إذا كانت الأنسجة مخصصة للتحليلات النسيجة، قم بتغذية البطين الأيسر ب 1X PBS مع موسع وعائي، تليها 10٪ فوسفات فورمالين مخزن.
  7. احصد الأنسجة المطلوبة، مع الحرص على عدم إتلاف أي أنسجة مخصصة للتحليل النسيجي هيكليا. حدد الاتجاه باستخدام الغرز أو عوامل العلامة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

خضع ما مجموعه 28 فأرا ذكرا من نوع C57BL/6J لهذا البروتوكول الجراحي، مع وفاة واحدة أثناء العملية بسبب إصابة IVC (3.6٪). كانت هناك ثلاث حالات وفيات متأخرة إضافية، إحداها بسبب فتق شق والاثنان الآخران لأسباب غير معروفة، ليصل إجمالي فترة النجاة لمدة 21 يوما إلى 85.7٪. كان متوسط الوقت من تحفيز التخدير حتى نهاية إعطاء التخدير 46.4 ± 8.0 دقائق. خضعت فئران الجراحة الوهمية لبروتوكول شبه مطابق لمجموعة تمدد الأوعية، بما في ذلك التحسس الأولي لعلاج EDP، وفتح البطن، وتعرض الشريان الأبهر، وتكرار التحسس ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

منذ أن تم وصفه لأول مرة في الفئران عام 1990، تم تعديل نموذج AAA القائم على الإيلاستاز عدة مرات واستخدم في حيوانات مختلفة10، 19، 20، 21، 22، 23. بعض التعديلات تشمل القناة الأبهرية، والتي من المرجح أن تزيد من معدل الوفيات وتدخل عنصرا صادمافي مرض الشريان الأبهري. تشمل الت...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون لا يذكرون أي اهتمام خاص أو تجاري بأي منتج مذكور أو مفهوم نوقش في هذا المقال.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد دعم هذا العمل مؤسسة أبحاث الماسونيين الغامضة الطبية (براونزبيرغ، إنديانا).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1 mL Tuberculin SyringesBecton Dickinson309628
10% Buffered Formalin PhosphateFisher ChemicalSF100-4
70% Isopropyl Alcohol SwabsCardinal HealthS-16183
Angled sharp forcepsDumontI I25 I-35
AutoClip 9mm (Skin stapler)MikRon427630
BetadineAtlantis Consumer Healthcare67618-155-16
Cotton gauze padDynarex Corporation3223
Cotton tipped applicatorPuritan Medical Products25-806 2WC
Elastase from porcine pancreas (≥4.0 units/mg protein)Sigma-AldrichE1250Stored in aqueous solution at 4 °C
Elastase from mouse pancreas (4.75 units/mg protein)Elastin Products Co., Inc.MS838Stored in aqueous solution (0.1 mg in 1 mL PBS)at 4 °C
ElastinMP Biomedicals101636Stored in aqueous solution at 4 °C
Enersight Desktop SoftwareLeicahttps://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/enersight/
Ethiqa XR (extended release buprenorphine)FidelisNDC 86084-100-30
Eye lubricantOptixCareOpx-4242
Flexacam i5 (Stereo)Leicahttps://www.leica-microsystems.com/products/microscope-cameras/p/12730536-leica/
Freund’s complete adjuvantMP Biomedicals642851Stored in aqueous solution at 4 °C
Freund’s incomplete adjuvantMP Biomedicals642861Stored in aqueous solution at 4 °C
Gloves (Sterile)Encore7824PF
Hypodermic Needles (23 G)Becton Dickinson305145
Hypodermic Needles (27 G)Becton Dickinson305109
Isospire (Isoflurane)Dechra Veterinary07-894-8943
Labeling TapeFisher Scientific15959
MasksDukal Corp.1540
Needle driverScanlan6006-36
Omnicon F/air Anesthetic Gas CanisterA.M. Bickford Inc.80120
Press'N SealGlad12587704417
RC2 Rodent Circuit ControllerVetEquip Incorporated922100
RNAlater Stabilization solutionThermoFisher ScientificAM7021
ScissorsFine Science Tools14005-12
Skin staples (clips)MikRon205016
Small Rodent Warmer HeaterStoelting53851
Small Rodent Warmer StageStoelting53812
Stereo Microscope M60Leicahttps://www.leica-microsystems.com/products/light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m80/
Straight sharp forcepsDumontI I 25 I-30
SurgiSuite self-retaining magnetic retractor set and stageKent Scientific13-005-180
Tahoe Portable Oxygen ConcentratorVetland Medical595-2300A
Toothed forcepsFine Science Tools11043-08, 11042-08
Vevo 2100 UltrasoundFUJIFILM VisualsonicsEDU00496
Visorb polyglycolic acid sutureCP Medical397A
VWR AbsorbentsVWR95057-860

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Song P, He Y, Adeloye D, Zhu Y, Ye X, Yi Q, et al. The Global and Regional Prevalence of Abdominal Aortic Aneurysms: A Systematic Review and Modeling Analysis. Ann Surg. 2023;277(6):912-9.
  2. Kent KC. Clinical practice. Abdominal aortic aneurysms. N Engl J Med. 2014;371(22):2101-8.
  3. Macura KJ, Corl FM, Fishman EK, Bluemke DA. Pathogenesis in acute aortic syndromes: aortic aneurysm leak and rupture and traumatic aortic transection. AJR Am J Roentgenol. 2003;181(2):303-7.
  4. Hoornweg LL, Storm-Versloot MN, Ubbink DT, Koelemay MJ, Legemate DA, Balm R. Meta analysis on mortality of ruptured abdominal aortic aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 2008;35(5):558-70.
  5. Beckman JA, Isselbacher EM, Preventza O, Hamilton Black Iii J, Augoustides JG, Beck AW, et al. 2022 ACC/AHA Guideline for the Diagnosis and Management of Aortic Disease: A Report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on Clinical Practice Guidelines. J Am Coll Cardiol. 2022;80(24):e223-e393.
  6. Claridge R, Arnold S, Morrison N, van Rij AM. Measuring abdominal aortic diameters in routine abdominal computed tomography scans and implications for abdominal aortic aneurysm screening. J Vasc Surg. 2017;65(6):1637-42.
  7. Senemaud J, Caligiuri G, Etienne H, Delbosc S, Michel JB, Coscas R. Translational Relevance and Recent Advances of Animal Models of Abdominal Aortic Aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2017;37(3):401-10.
  8. Allaire E, Guettier C, Bruneval P, Plissonnier D, Michel JB. Cell-free arterial grafts: morphologic characteristics of aortic isografts, allografts, and xenografts in rats. J Vasc Surg. 1994;19(3):446-56.
  9. Wang Y, Krishna S, Golledge J. The calcium chloride-induced rodent model of abdominal aortic aneurysm. Atherosclerosis. 2013;226(1):29-39.
  10. Anidjar S, Salzmann JL, Gentric D, Lagneau P, Camilleri JP, Michel JB. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 1990;82(3):973-81.
  11. Nabseth DC, Martin DE, Rowe MI, Gotlieb LS, Deterling RA, Jr. Enzymatic destruction of aortic elastic tissue and possible relationship to experimental atherosclerosis. J Cardiovasc Surg (Torino). 1963;4:11-7.
  12. Norman PE, Curci JA. Understanding the effects of tobacco smoke on the pathogenesis of aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2013;33(7):1473-7.
  13. Snider GL. Distinguishing among asthma, chronic bronchitis, and emphysema. Chest. 1985;87(1 Suppl):35S-9S.
  14. Aune D, Schlesinger S, Norat T, Riboli E. Tobacco smoking and the risk of abdominal aortic aneurysm: a systematic review and meta-analysis of prospective studies. Sci Rep. 2018;8(1):14786.
  15. Campa JS, Greenhalgh RM, Powell JT. Elastin degradation in abdominal aortic aneurysms. Atherosclerosis. 1987;65(1-2):13-21.
  16. Wilson KA, Lindholt JS, Hoskins PR, Heickendorff L, Vammen S, Bradbury AW. The relationship between abdominal aortic aneurysm distensibility and serum markers of elastin and collagen metabolism. Eur J Vasc Endovasc Surg. 2001;21(2):175-8.
  17. Hu G, Dong Z, Fu W. A Novel Modification of the Murine Elastase Infusion Model of Abdominal Aortic Aneurysm Formation. Ann Vasc Surg. 2017;42:246-53.
  18. Lu G, Su G, Davis JP, Schaheen B, Downs E, Roy RJ, et al. A novel chronic advanced stage abdominal aortic aneurysm murine model. J Vasc Surg. 2017;66(1):232-42 e4.
  19. Xue C, Zhao G, Zhao Y, Chen YE, Zhang J. Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model Induced by Perivascular Application of Elastase. J Vis Exp. 2022(180).
  20. Nie M, Yan Y, Li X, Feng T, Zhao X, Zhang M, et al. Effect of Low-Pressurized Perfusion with Different Concentration of Elastase on the Aneurysm Formation Rate in the Abdominal Aortic Aneurysm Model in Rabbits. Biomed Res Int. 2016;2016:6875731.
  21. Bi Y, Zhong H, Xu K, Zhang Z, Qi X, Xia Y, et al. Development of a novel rabbit model of abdominal aortic aneurysm via a combination of periaortic calcium chloride and elastase incubation. PLoS One. 2013;8(7):e68476.
  22. Shannon AH, Cullen JM, Dahl JJ, Scott EJ, Tyerman Z, Spinosa MD, et al. Porcine Model of Infrarenal Abdominal Aortic Aneurysm. J Vis Exp. 2019(153).
  23. Cullen JM, Lu G, Shannon AH, Su G, Sharma A, Salmon M, et al. A novel swine model of abdominal aortic aneurysm. J Vasc Surg. 2019;70(1):252-60 e2.
  24. Ingram MD, Leckie K, King JR, Doiron T, Moldovan L, Zhang L, et al. An Elastin Sensitized Murine Model of Abdominal Aortic Aneurysm. JVS-Vascular Science. 2021;2:285.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

232 232
الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة