本文介绍了一种利用琼脂稀释法评估磷霉素与头孢曲松、美罗培南和庆大霉素联用对耐碳青霉烯类大肠杆菌（Escherichia coli）分离株协同活性的实验方案。结果显示，磷霉素与美罗培南和庆大霉素联用时具有协同作用，而与头孢曲松联用则未观察到协同作用。
综述文章
基于磷霉素的抗生素联合方案抗碳青霉烯类耐药菌的琼脂稀释棋盘法分析方案 大肠杆菌
在新标签页中打开
本文内容
摘要
Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
摘要
Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
由于针对碳青霉烯类耐药肠杆菌目细菌的治疗选择有限，联合治疗方案的重要性日益凸显。本研究旨在调查磷霉素耐药率，并评估磷霉素与美罗培南、庆大霉素及头孢曲松联合使用时对碳青霉烯类耐药肠杆菌目细菌的体外协同作用。 大肠杆菌 分离株。60株碳青霉烯类耐药 E. coli 从迪克大学医学院附属医院临床科室和重症监护病房患者获取的各种临床样本（尿液、血液、引流液、伤口、脑脊液、气管吸出物）中分离的菌株被纳入本研究。采用自动化微生物鉴定系统进行菌种鉴定。使用厄他培南、亚胺培南和美罗培南通过纸片扩散法进行抗生素药敏试验并确认碳青霉烯类耐药性。通过琼脂稀释法评估磷霉素耐药性及抗生素间的相互作用。此外，采用基于琼脂稀释法的方案，在连续两倍浓度梯度下评估抗生素联合作用，并计算部分抑菌浓度指数（FICI）以判定协同作用、无关作用或拮抗作用。磷霉素耐药率为76.6%，美罗培南为61.6%，庆大霉素为85.0%，头孢曲松为98.3%。在磷霉素–美罗培南组合中，35%的分离株观察到协同作用；在磷霉素–庆大霉素组合中为33.4%；在磷霉素–头孢曲松组合中为1.7%。仅在磷霉素–美罗培南组合中检测到一株出现拮抗作用。磷霉素与美罗培南及庆大霉素的联合在体外对耐碳青霉烯类大肠杆菌（E. coli）显示出协同活性。尚需进一步的体外研究以验证这些结果。
引言
Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
肠杆菌目（Enterobacterales）包含一组高度多样的革兰氏阴性杆菌，其中许多具有重要的临床意义1。在这些细菌中，Escherichia coli 是临床微生物学实验室中最常分离到的菌种，广泛与几乎所有器官系统的感染相关，包括尿路感染、伤口感染、免疫功能低下患者的肺炎、胃肠炎以及新生儿脑膜炎。它也是革兰氏阴性败血症和内毒素介导的感染性休克的主要病因之一。除了在人类医学中的重要性外，E. coli 也是一种重要的兽医病原体，可在多种动物物种（包括马类）中引起呼吸道和全身性感染，从而拓展了E. coli致病性在人类与动物宿主间的宿主范围视角2,3,4。
产超广谱β-内酰胺酶（ESBL）的肠杆菌目细菌，尤其是大肠杆菌（E. coli）和肺炎克雷伯菌（Klebsiella pneumoniae），与病死率升高、住院时间延长以及医疗成本增加密切相关。抗生素的广泛使用是导致这些细菌产生多重耐药（MDR）的主要驱动因素1。其耐药机制包括碳青霉烯酶的产生、ESBLs、氨基糖苷类修饰酶（AMEs）、导致喹诺酮类耐药的基因突变，以及孔蛋白和外排系统的变化。在大肠杆菌和肺炎克雷伯菌中，耐药性主要由质粒介导，有利于基因的水平转移。动物源性大肠杆菌（包括牛源分离株）中此类耐药特征的报道也日益增多，支持“同一健康”（One Health）理念，并提示存在潜在的人畜共患传播风险2,3。
碳青霉烯类抗生素被认为是治疗严重多重耐药菌感染的最后防线药物。然而，碳青霉烯类耐药肠杆菌目（CRE）已成为全球重要的公共卫生问题4。这种耐药性主要由碳青霉烯酶介导，包括B类金属β-内酰胺酶，可导致广泛耐药和全耐药表型5。
多药耐药性 E. coli 耐药菌株显著限制了治疗选择，并使感染管理更加复杂。这凸显了采用替代治疗策略（如联合疗法）以改善临床疗效的必要性。此外，这些耐药菌株不仅在临床环境中被 increasingly 报道，也 increasingly 出现在乳制品等食品来源中。这扩大了抗菌药物耐药性传播的流行病学背景，并支持将联合疗法作为减缓其传播及临床影响的潜在策略。6,7氨基糖苷类、替加环素和多粘菌素是治疗多重耐药菌感染的常用治疗药物8. 磷霉素对产ESBL的大肠杆菌也表现出活性，尤其是在尿路感染中9.
磷霉素于1969年首次被发现，可抑制细菌细胞壁的早期合成，近年来作为联合治疗中的一种有前景的药物重新受到关注10。已有研究报道磷霉素与氨基糖苷类或β-内酰胺类抗生素在多重耐药菌中具有协同作用11,12。此外，大规模临床队列研究已评估了磷霉素的疗效，结果表明其单用或联合用药方案在治疗严重感染时均有效13。然而，既往大多数研究包含异质性的细菌种群，针对碳青霉烯类耐药大肠杆菌（carbapenem-resistant E. coli）的特异性数据仍然有限。
标准的抗菌药物敏感性试验方法包括琼脂稀释法、肉汤稀释法和纸片扩散法。基于琼脂稀释法的联合药敏试验可通过测定最小抑菌浓度（MIC）并计算部分抑菌浓度指数（FICI）来定量评估抗菌药物之间的相互作用。其他替代方法，如时间-杀菌试验和梯度扩散法，可提供动态或简化的相互作用数据，但在可重复性和标准化方面可能存在差异13,14。 本方案最适合用于对抗菌药物组合在体外进行受控条件下的系统评价。然而，该方法不能完全反映体内药代动力学条件15。在上述方法中，琼脂稀释法被认为是测定MIC的参考方法；但其在评估磷霉素联合方案对碳青霉烯类耐药大肠杆菌（E. coli）活性方面的应用仍较为有限。
本研究对基于磷霉素的联合疗法针对临床确诊的耐碳青霉烯类大肠杆菌进行了系统性评估 coli 分离株。采用标准化的琼脂稀释棋盘法，在受控的体外条件下生成直接的比较性相互作用数据。
因此，本研究验证了磷霉素与美罗培南、庆大霉素或头孢曲松联合使用对耐碳青霉烯类大肠杆菌（CRE E. coli）分离株具有体外协同活性的假设。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
综述与观点
Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
本研究已获得迪克勒大学医学院非干预性临床研究伦理委员会的批准（决议编号：100，日期：2021年01月01日）。
以下方案描述了一种标准化的琼脂稀释棋盘法，用于评估磷霉素联合用药对碳青霉烯类耐药大肠埃希菌（E. coli）分离株的协同作用。
分离株的收集
在2021年2月15日至2021年12月15日期间，共纳入60株耐碳青霉烯类大肠杆菌（E. coli），这些菌株分离自迪克勒大学医学院附属医院住院患者的多种临床标本（包括尿液、血液、穿刺液、伤口、脑脊液和经气管吸出物）。菌种鉴定采用基质辅助激光解吸电离飞行时间质谱（MALDI-TOF）系统进行。若同一患者分离出多个菌株，则仅纳入首个分离株。门诊诊所的样本以及住院时间少于48小时的患者样本均被排除。在研究期间内，所有符合预设纳入标准的耐碳青霉烯类大肠杆菌分离株均被连续纳入；因此，样本量由符合条件的可用分离株总数决定，未进行事先的样本量计算。使用E. coli ATCC 13846和E. coli ATCC 25922作为质控菌株。质控菌株与临床分离株在相同的琼脂稀释条件下平行检测。所有实验均由两名独立观察者进行评估。质控菌株在所有实验中均表现出预期的生长抑制模式，未发现超出范围或无效的结果。
涉及临床分离物的所有操作均在生物安全二级（BSL-2）条件下进行。操作时穿戴适当个人防护装备（实验服、手套和眼部防护装置），所有操作均在经认证的生物安全柜中进行。
物种鉴定与抗菌药物敏感性试验
使用自动化微生物鉴定与药物敏感性检测系统进行碳青霉烯类耐药性及抗菌药物敏感性试验。通过该系统检测到的碳青霉烯类耐药性，采用厄他培南、亚胺培南和美罗培南纸片进行纸片扩散法验证。抑菌圈直径的判读依据EUCAST折点标准16,17（表1）。所有分离株均保存于含20%甘油的胰蛋白胨大豆肉汤中，并储存在−20 °C条件下。
表1：通过纸片扩散法（DDT）测定的大肠杆菌（E. coli）碳青霉烯类抗生素的抑菌圈直径折点。 碳青霉烯类药物敏感性试验所采用的纸片扩散法判读标准。请点击此处下载该表格。
适用于儿科和需氧样本的血培养瓶在自动化血培养系统中进行孵育。阳性培养瓶转种至伊红美蓝琼脂（EMB琼脂）、5%羊血琼脂和沙保葡萄糖琼脂进行亚培养。
采用定量方法培养尿液和气管吸出物样本，而其他样本则采用半定量方法进行处理。气管吸出物样本通过革兰染色进行评估，仅Bartlett评分>0且Murray评分>3的样本被视为具有临床意义并被纳入分析18。
对于伤口样本，根据Q评分系统进行革兰染色评估；Q评分大于0的样本被纳入研究19。
采用基质辅助激光解吸电离飞行时间质谱法（Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization-Time of Flight Mass Spectrometry）对细菌分离株进行鉴定。得分≥2.0时，可可靠地鉴定至属和种水平；得分为1.7至2.0之间时，可可靠地鉴定至属水平20,21 。仅纳入得分为≥2.0的分离株。
采用琼脂稀释法测定磷霉素敏感性
根据欧洲抗菌药物敏感性试验委员会（EUCAST）的建议，琼脂稀释法适用于测定肠杆菌目细菌对磷霉素的敏感性16。
磷霉素及其他抗生素工作溶液的配制
对于琼脂稀释法，使用磷霉素二钠盐水合物粉末，并用无菌蒸馏水进行稀释。每种抗生素计划配制八种不同浓度的稀释液，其浓度范围为欧盟抗菌药物敏感性试验委员会（EUCAST）所确定的最低抑菌浓度（MIC）值以下4倍至以上3倍。
通过将无菌的磷霉素二钠盐51.2 mg溶于20 mL无菌蒸馏水中，配制磷霉素储备液（含磷霉素2560 µg/mL）。该质量根据体积/重量/效价公式（体积(mL) = 重量(mg) × 效价(µg/mg) / 浓度(µg/mL)）计算得出，并在无菌条件下称量。当加入MHA时，储备液将进行10倍稀释，最终浓度设计为256 µg/mL。
因此，确定了磷霉素（2–256 µg/mL）、美罗培南和庆大霉素（0.125–16 µg/mL）以及头孢曲松（0.0625–8 µg/mL）的稀释范围。
在含有10 mL无菌蒸馏水的无菌锥形管中，通过连续两倍稀释法进行稀释。共进行7次连续两倍稀释，直至达到2 µg/mL的浓度。最后一次稀释后剩余的10 mL溶液弃去。最终得到八种不同的抗生素浓度：256、128、64、32、16、8、4和2 µg/mL。
制备其他抗生素的初始储备液时，采用与制备磷霉素相同的方法。使用精密天平称取头孢曲松粉末1.6 mg，美罗培南和庆大霉素分别为3.2 mg。每种抗生素均进行七次稀释。因此，获得了八种不同浓度的美罗培南、庆大霉素和头孢曲松稀释液（图1）。
图1：磷霉素稀释溶液的配制步骤。 采用连续稀释法获得工作浓度。 请点击此处查看该图的放大版本。
琼脂培养基的制备
按照生产商说明书制备阳离子调节的穆勒-欣顿琼脂（CAMHA）。使用高压灭菌器在 121 °C、1 atm 条件下灭菌 15–20 分钟，随后置于 45–55 °C 水浴中保温。
所有生物材料在丢弃前均需在121 °C下高压灭菌15–20分钟。含抗生素的废弃物应按照机构的生物安全和化学废弃物处理规程进行处置。
关键步骤：在添加抗生素之前，应将琼脂温度维持在 45–55 °C 之间。温度过高可能会降低磷霉素的活性，影响最小抑菌浓度（MIC）结果。
在培养基中添加G6P
为测定磷霉素的敏感性，EUCAST推荐在琼脂和液体培养基中添加25 µg/mL葡萄糖-6-磷酸（G6P）5。每升琼脂培养基中，将25 mg G6P溶解于20 mL MHA中，过滤除菌后，混入主批琼脂中。
琼脂稀释平板的制备
为测定磷霉素、美罗培南、庆大霉素和头孢曲松的单药最低抑菌浓度（MIC）值，每种稀释度使用一个培养皿（例如，磷霉素使用8个稀释度，浓度范围为2–256 µg/mL）。抗生素浓度已标注在平板上。
在联合用药研究中，磷霉素与其他待研究抗生素的浓度均标注于平板上（例如，磷霉素 256 µg/mL 和美罗培南 32 µg/mL）。因此，每种联合方案共制备 64 个平板，并在平板上注明所用磷霉素及其他抗生素的浓度。共制备了 32 个美罗培南-庆大霉素单药治疗平板，以及 192 个联合用药平板。在大理石表面绘制了一个包含 56 个 1 cm 小方格的标准图样，所有平板均直接依据该图样进行接种。由此，读取结果和接种操作得以标准化（图 2 和 图 3）。
图 2： 用于接种和读数的标准示意图。 用于接种和评估的标准化方案。 请点击此处查看该图的放大版本。
图 3：琼脂稀释平板的评价方法。 用于最小抑菌浓度（MIC）测定的细菌生长评估。F = 磷霉素；M = 美罗培南。 请点击此处查看该图的放大版本。
将2 mL抗生素溶液与18 mL熔融的CAMHA混合，以获得最终工作浓度。该培养基根据生产商说明书配制，并在热水浴中冷却至45−55 °C。取一份（2 mL）抗生素混合液，加入九份（18 mL）MHA于培养皿中（抗生素稀释倍数为1/10）。最终琼脂平板体积标准化为每板约20 mL（18 mL琼脂 + 2 mL抗生素溶液），抗生素终浓度根据稀释后计算确定。通过此方法，琼脂稀释平板中的抗生素浓度达到如下范围：磷霉素为2–256 µg/mL，头孢曲松为0.0625–8 µg/mL，美罗培南和庆大霉素均为0.125–16 µg/mL。不含抗生素溶液的培养基制备的平板用作生长对照（图4）。含培养基与抗生素溶液的混合物在室温下静置凝固。
图 4： 不含抗生素溶液的对照培养基。 不含抗生素的培养基用于确认细菌的存活能力。请点击此处查看该图的放大版本。
关键步骤：琼脂厚度不均或抗生素混合不充分可能导致 MIC 判读不准确以及假性相互作用结果。
分离株的制备与接种
之前保存的纯菌株在室温下转接到5%羊血琼脂培养基上，并于37 °C培养16–24 h。取新鲜培养物的菌落悬浮于无菌生理盐水中，使用比浊仪调节至0.5麦氏浊度。
琼脂稀释法要求每点接种的细菌量约为 104 CFU。0.5 麦氏浓度的菌液大约含有 108 CFU/mL 的细菌。通过将菌液用无菌生理盐水 1:10 稀释，可获得 107 CFU/mL 的细菌浓度。
使用自动移液器从试管中吸取2 µL每种细菌悬液。该体积相当于每点约2 × 104 CFU。接种操作在琼脂表面的指定区域进行，首先从含有最低浓度磷霉素的平板开始，逐步过渡到浓度最高的平板。
因此，接种量定义为每点菌落形成单位（CFU），每个接种点含有约104 CFU。每种细菌悬液的接种均在15分钟内完成。
在接种含磷霉素的平板之前，需先接种一个生长对照平板以检测是否存在污染。将接种物在室温下晾干。在35–37 °C、有氧条件下培养16–24小时，使用校准的浊度计测定浊度。
接种物密度过高可能导致拖尾生长，使终点判断困难。若出现融合生长，应重新调整浊度至0.5麦氏单位，并重复接种。
联合药敏试验
使用粉末状抗生素美罗培南、磷霉素、庆大霉素、头孢曲松以及葡萄糖-6-磷酸。
抗生素用量通过体积/重量/效价公式计算。配制母液后，将抗生素溶液稀释为高于敏感MIC范围三个二倍稀释梯度、低于四个二倍稀释梯度的浓度。稀释范围分别为：磷霉素 2–256 µg/mL，头孢曲松 0.0625–8 µg/mL，庆大霉素和美罗培南均为 0.125–16 µg/mL表2，表3, 和 表4).
表2：磷霉素-庆大霉素联合用药抗生素溶液的配制。用于配制储备液和工作液的步骤及浓度。请点击此处下载该表格
表3： 磷霉素-美罗培南联合用药抗生素溶液的配制。 储备液和工作液的配制步骤及所用浓度。请点击此处下载该表格。
表4：磷霉素-头孢曲松联合用药抗生素溶液的配制。 储备液和工作液的配制步骤及所用浓度。请点击此处下载该表格。
在本研究中，为了补偿基于琼脂的实验中最终稀释倍数的差异，分别制备了用于单药治疗和联合用药实验的磷酸甲胺呋喃储备液。单药治疗实验采用标准浓度的储备液，而联合用药实验则使用经调整的、浓度更高的储备液，以补偿抗生素预混合过程中的额外稀释效应。
首先配制储备液，用于后续系列稀释。对于磷霉素，采用分析天平在无菌条件下准确称取256 mg粉末，溶于50 mL无菌蒸馏水中，并持续搅拌（使用磁力搅拌器），直至完全溶解，得到终浓度为5120 µg/mL的磷霉素二钠溶液。另分别配制庆大霉素、美罗培南和头孢曲松的单独储备液。
进行连续两倍稀释时，准备7个无菌锥形管，每管含25 mL无菌蒸馏水。使用可调移液器从储备液中移取25 mL至第一管，随后依次将液体逐管转移，以实现连续两倍稀释。每次转移后，每管均使用涡旋振荡器充分混匀5–10秒。从最后一管弃去25 mL液体，以保持各管体积相等。通过此方法获得一系列稀释液，最低浓度为40 µg/mL，共配制了8种不同浓度的磷霉素溶液。
庆大霉素、美罗培南和头孢曲松也采用相同的操作步骤。然而，由于目标浓度范围不同，在室温下无菌操作条件下，分别称取16 mg庆大霉素和美罗培南（浓度范围为0.125–16 µg/mL）以及8 mg头孢曲松（浓度范围为0.0625–8 µg/mL），各自溶于50 mL无菌蒸馏水中。随后按上述方法进行连续两倍稀释。最终最低浓度分别为：庆大霉素和美罗培南为2.5 µg/mL，头孢曲松为1.25 µg/mL。每种抗生素分别制备8支含有25 mL不同浓度溶液的试管。由于磷霉素需与三种抗生素联合检测，因此共制备了24支磷霉素稀释试管（8×3）。
制备琼脂时，将18 mL添加了葡萄糖-6-磷酸（25 µg/mL）的穆勒-欣顿琼脂预冷至45–50 °C，然后分装至无菌培养皿中。随后，使用无菌移液管加入1 mL磷霉素溶液和1 mL第二种抗生素溶液。通过轻轻旋转培养皿使其均匀混合，并在室温下静置凝固。由于等体积混合及琼脂的加入，抗生素浓度被稀释约9倍。
进行联合药敏试验时，将1 mL最低浓度的磷霉素溶液（40 µg/mL）与1 mL八种不同浓度的庆大霉素溶液（2.5–320 µg/mL）分别混合，然后加入不同的培养皿中并轻轻混匀。对下一个磷霉素浓度（80 µg/mL）重复相同操作，并逐步递增至5120 µg/mL，确保所有可能的浓度组合均被测试。每次转移均使用新的无菌移液器吸头，以防止交叉污染。总共制备了64个培养皿（8 × 8种组合），用于磷霉素–庆大霉素联合试验（表5）。
相同的操作流程也应用于磷霉素与美罗培南和头孢曲松的联合实验，每种抗生素组合各得到64块平板（表6 和 表7）。
表5： 磷酸甲胺唑林-庆大霉素组合在MHA培养基上的排列。 在穆勒-欣顿琼脂上抗生素浓度的排列方式。FF = 磷酸甲胺唑林；GN = 庆大霉素。 请点击此处下载该表格。
表6： 磷酸甲胺环素-美罗培南组合在MHA培养基上的排列。 在穆勒-欣顿琼脂上抗生素浓度的排列方式。FF = 磷酸甲胺环素；MEM = 美罗培南。 请点击此处下载该表格。
表7： 磷酸甲胺唑啉-头孢曲松组合在MHA培养基上的排列。 抗生素浓度在穆勒-欣顿琼脂上的排列方式。FF = 磷酸甲胺唑啉；CRO = 头孢曲松。 请点击此处下载该表格。
配制抗生素混合物后，向每份含有1 mL抗生素混合物的平板中加入18 mL熔融的 Mueller–Hinton 琼脂（45–50 °C），确保温度条件不会影响抗生素的活性。这使得初始抗生素溶液被稀释了约9倍。
为进行系统性评估，将培养板以棋盘式（二维稀释）形式排列。磷酸甲基霉素的浓度沿垂直方向（A–H行）分布，A行浓度最高，向H行方向浓度递减。第二种抗生素的浓度沿水平方向（1–8列）分布，从第1列到第8列浓度逐渐增加。因此，每个孔位代表两种抗生素浓度的唯一组合，从而可全面评估药物相互作用效应。
结果评估
最低抑菌浓度结果根据EUCAST v.11版推荐标准进行评估。生长对照平板显示可见的细菌生长，而无菌对照平板（未接种）无任何生长。最低抑菌浓度（MIC）定义为未见明显细菌生长的最低药物浓度。对于联合药敏试验，相互作用效应通过FICI值进行解释：协同作用定义为FICI ≤ 0.5，无关作用定义为 > 0.5–4，拮抗作用为 > 4. 对于磷霉素，MIC值≤ 32 µg/mL被视为敏感，而高于该值的则被视为耐药。 > 32 µg/mL 被判定为耐药。对于庆大霉素和美罗培南（用于脑膜炎感染），MIC 值 ≤ 2 µg/mL 被判定为敏感，而高于该值者 > 2 µg/mL 被判定为耐药。对于美罗培南（用于非脑膜炎感染），MIC 值 ≤ 2 µg/mL 被判定为敏感。数值 > 8 µg/mL 被判定为耐药，头孢曲松（用于非脑膜炎感染）MIC ≤ 1 µg/mL 被判定为敏感，头孢曲松（用于脑膜炎感染）MIC ≤ 2 µg/mL 被判定为敏感，以及 MIC > 对于头孢曲松（用于脑膜炎感染），最低抑菌浓度为1 µg/mL被视为耐药16.
研究数据的统计学分析采用统计学软件进行。
统计学方法：分类变量以数字和百分比表示。当所有预期单元格计数均≥5时，采用Pearson卡方检验进行比较；当样本量较小或任何预期单元格计数<5时，采用Fisher确切概率法。具体而言，总体磷霉素耐药率的比较采用卡方检验，而由于某些组合中分布频率较低，协同、相加及拮抗作用率的亚组分析则采用Fisher确切概率法。以P值≤0.05为差异具有统计学意义。
解读说明：抑菌圈内的微小单菌落，除非呈融合生长或在重复实验中可重现，否则不视为生长。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
结论
Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
本研究共纳入60株耐碳青霉烯类的大肠埃希菌分离株。所有分离株均来自迪克勒大学医学院附属医院重症监护病房或临床科室的住院患者。成人患者占病例的83.3%，儿童患者占16.7%（表8和表9）。80%（n = 48）的分离株表现为多重耐药。
表8：分布情况 E. coli 按住院地点和年龄对分离株进行分类。 ICU = 重症监护室。 请点击此处下载此表格。
表9：按样本类型分布的E. coli分离株。 CSF = 脑脊液；ETA = 气管内吸出物。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
披露
Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
作者声明不存在利益冲突。
致谢
Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
本研究由迪克大学科学研究项目协调单位（DÜBAP）资助，项目编号为 SBE.21.004。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
重印与许可
申请许可以重复使用本 JoVE 文章的文本或图表
申请许可