不同细胞传代阶段牙髓干细胞来源外泌体的分离与表征

摘要

本方案概述了一种标准化的工作流程，用于分离和表征不同传代次数的牙髓干细胞（DPSC）来源的外泌体，从而可重复地评估外泌体的质量及其在再生医学应用中的功能活性。

摘要

牙髓干细胞（DPSCs）是一种易于获取且具有临床相关性的间充质干细胞来源，其分泌的外泌体已成为组织工程和再生医学中无细胞治疗应用的有前景的生物活性囊泡。然而，目前仍缺乏可重复且标准化的外泌体分离与功能验证方法，尤其是在细胞传代扩增过程中引入的变异性方面。本文介绍了一种全面、标准化的基于试剂盒的工作流程，用于从DPSC条件培养基中分离和纯化外泌体，该方法适用于常规实验室操作。该方法能够稳定回收完整的囊泡，适用于利用常规技术进行形态学、分子水平及功能特性的表征。通过形态、粒径分布和标志物表达来确认外泌体的身份，同时采用明确的体外抗炎实验评估其生物学活性。为研究传代次数相关的影响，本方法通过该功能性检测手段比较不同传代DPSC来源的外泌体，从而为细胞扩增过程中的稳定性评估提供实用框架。通过将分离、纯化、表征和功能验证整合至单一工作流程中，本方案为生物材料研究和再生医学应用提供了可重复且可放大的功能验证型DPSC来源外泌体制备策略。

引言

间充质干细胞来源的外泌体作为细胞间通讯的关键介质，在组织工程与再生医学领域展现出重要的治疗潜力。外泌体是直径为30–150 nm的囊泡，能够递送生物活性分子，并调控受体细胞的多种功能，如增殖、分化和免疫反应^1,2在众多间充质干细胞（MSC）来源中，牙髓干细胞（DPSCs）因其独特优势而备受关注 易于获取、强大的增殖能力、低致瘤风险以及极少的伦理问题^3,4,5来自牙髓干细胞的外泌体（DPSC-Exos）含有多种功能性物质，包括蛋白质、mRNA 和 microRNA，使其能够保留亲代细胞的多种生物学特性。 先前的研究表明，牙髓干细胞外泌体（DPSC-Exos）可促进血管生成、神经修复、骨再生及抗炎反应。除在组织工程中的作用外，外泌体在肿瘤发生及癌症治疗中亦日益被视为重要的调控因子，其参与肿瘤微环境重塑、药物耐药性形成以及免疫逃逸过程。⁶间充质干细胞来源的外泌体，包括牙髓干细胞来源的外泌体（DPSC-Exos），具有内在的肿瘤趋向性和免疫调节特性，因而被视为有前景的下一代靶向抗癌药物递送载体，或可作为无细胞免疫治疗剂。通过规避细胞疗法相关的若干局限性，DPSC-Exos 已成为再生医学应用中一种颇具潜力的无细胞生物活性成分^{7,8,9,10,11,12}.

尽管具有这些优势，将DPSC-Exo的研究转化为可重复的实验或临床应用仍面临挑战。 主要局限在于缺乏统一和标准化的外泌体分离与纯化方案。 目前常用的方法包括超速离心法¹³、超滤法、沉淀法、尺寸排阻色谱法以及免疫亲和捕获法^14,15。在这些方法中，基于聚合物的沉淀法具有实际优势，包括高通量、适用于多种样本体积以及操作简便，因此适用于涉及大量样本或需要放大的研究^16,17,18。关于不同分离方法的比较分析，尤其是蛋白产量和颗粒数与蛋白比值方面的研究，已在文献中广泛报道¹⁹。然而，DPSC传代次数对其衍生外泌体特性及生物学活性的影响尚未得到充分研究，这构成了DPSC-Exo生产标准化和质量控制方面的重要空白。

为解决这些技术局限性，本研究提出了一种标准化的、基于试剂盒的方案，用于从牙髓干细胞（DPSC）条件培养基中分离和纯化外泌体。该方案除了进行物理和分子表征外，还包含一项功能检测，以评估来自不同代次DPSC的外泌体的抗炎活性，从而实现对外泌体质量和功能随代次变化的一致性进行比较分析。该实验流程设计简洁，适用于配备常规细胞培养和分子生物学设备的实验室。方案采用市售试剂盒以减少实验间变异，并可根据不同的实验需求轻松放大或缩小规模。为最大限度降低供体间差异，牙髓干细胞从单颗牙齿中独立分离并分别扩增，而非来自多个供体的细胞混合使用。该方案特别适用于希望获得功能验证的DPSC来源外泌体的研究人员，可用于后续应用，包括伤口愈合、骨组织工程和免疫调节研究，这些领域对外泌体批次间的一致性要求极高。总体而言，该方案为组织工程与再生医学研究中DPSC来源外泌体的制备提供了一个实用且标准化的框架。

方案

本研究遵循《赫尔辛基宣言》的原则，并经机构伦理委员会批准。人牙髓组织来源于宁波口腔医院根据机构伦理指南收集的废弃第三磨牙或正畸拔除的前磨牙（方案编号：NBKQYY2025LS-04；批准日期：2025年5月30日）。人皮肤组织来源于宁波大学附属人民医院泌尿外科在常规包皮环切手术中收集的废弃包皮样本，符合机构伦理指南（方案编号：2024104；批准日期：2024年10月30日）。在样本采集前，已从所有供体或其法定监护人处获得书面知情同意。

1. 牙髓干细胞外泌体的分离

1. DPSCs 的分离、培养与鉴定
   1. 样本采集与运输
      1. 从年龄为 18–25 岁的供体中采集完整的人类第三磨牙，或从年龄为 12–16 岁的供体中采集正畸拔除的前磨牙。
      2. 立即将拔除的牙齿置于预冷的含 100 U/mL 青霉素-G 和 100 µg/mL 链霉素的磷酸盐缓冲液（PBS）中。
      3. 在 4 °C 条件下将样本运送至实验室，并在拔除后 6 小时内进行处理。
   2. 牙髓暴露与组织解离
      1. 将牙齿浸入 70% 乙醇中 30 秒；用含 3% P/S 的 1× PBS 洗涤三次，每次 30 秒。使用无菌剪刀或手术刀小心去除牙齿表面残留的牙龈和牙周组织。
      2. 用无菌纱布包裹牙齿，然后使用灭菌锤小心敲裂牙冠以暴露牙髓腔。
      3. 使用无菌手术刀片将牙髓组织从牙本质中轻轻分离，并切成小碎片（<1 mm³）。
      4. 将组织碎片转移至含有 2.5 mg/mL Dispase II 和 2.5 mg/mL I 型胶原酶消化液的 1.5 mL 离心管中。
      5. 在 37 °C 培养箱中孵育 30–45 分钟，期间轻柔振荡。
         注意：酶消化时间根据牙髓组织的体积和均质化程度确定。
   3. 消化终止与原代细胞培养
      1. 加入等体积含 10% 胎牛血清（FBS）的杜氏改良伊格尔培养基（DMEM）以终止酶消化反应。
      2. 将细胞悬液在 200 × g 条件下离心 5 分钟，使细胞和组织碎片沉淀。
      3. 弃去上清液，将沉淀用 1 mL 完全培养基（α-MEM 含 20% FBS、100 U/mL 青霉素和 100 µg/mL 链霉素）重悬。
      4. 将重悬的细胞和组织块接种至 60 mm 培养皿 中，并加入完全培养基至终体积 5 mL。
      5. 将细胞在 37 °C、含 5% CO₂ 的湿润环境中孵育。
   4. 细胞维持与传代
      1. 每 2–3 天更换一次培养基。
      2. 每日观察细胞状态。
         注意： 原代 DPSCs 通常在 7–14 天内从组织块迁移而出，并达到 80–90% 汇合度。
      3. 当细胞汇合度达到 80–90% 时，使用 0.05% 胰蛋白酶-乙二胺四乙酸（EDTA）消化细胞进行传代。
         注意：胰蛋白酶具有刺激性。操作时应佩戴适当个人防护装备，包括手套和护目镜。
      4. 以 1:3 的比例用完全培养基（含 20% FBS）进行传代。
      5. 所有后续外泌体分离和功能实验均使用第 2、4 和 6 代的 DPSCs。
   5. 通过流式细胞术对 DPSCs 进行表征
      1. 使用 0.05% 胰蛋白酶-EDTA 消化目标代次的 DPSCs，用完全培养基中和，收集细胞悬液。
      2. 在室温下以 300 × g 离心 5 分钟，弃去上清液。将细胞沉淀用 PBS 重悬并计数，调整细胞密度至约 1 × 10⁶ 个/mL。
      3. 将 100 µL 细胞悬液分装至各流式管中。在 4 °C 避光条件下，用 PBS 1:100 稀释的荧光素标记抗体（针对 CD44、CD90、CD105、CD45、CD19 和 CD14）孵育 30 分钟。
      4. 每管加入 1 mL PBS 洗涤，然后在 300 × g 条件下离心 5 分钟。小心弃去上清液，将细胞沉淀重悬于 300–500 µL PBS 中用于分析。
      5. 为每种荧光素设置相应浓度的同型对照抗体，以便进行背景校正和设门分析。
      6. 使用配备合适激光器和滤光片的流式细胞仪分析样本。每样本至少采集 10,000 个事件。
      7. 使用流式细胞术软件进行数据分析。首先根据前向散射（FSC）和侧向散射（SSC）设门筛选活细胞以排除碎片，然后进行单细胞设门以去除双联体。
      8. 通过比较荧光强度与相应同型对照，确定各标志物的阳性与阴性细胞群。
2. DPSC-Exos 的分离与纯化
   1. 条件培养基的制备
      1. 将 DPSCs 在 10 cm 培养皿中培养至 70–80% 汇合度。
      2. 移除旧培养基，用预温的 PBS 轻柔洗涤细胞单层两次。
      3. 加入 10 mL 含 10% 外泌体去除型 FBS 的完全培养基。
      4. 继续在 37 °C 培养，直至细胞汇合度达到 90–100%（通常超过 24 小时）。
   2. 条件培养基的收集
      注意：后续所有步骤均需在冰上或 4 °C 条件下进行。
      1. 将条件培养基转移至离心管中。
      2. 在 4 °C、3,000 × g 条件下离心 10 分钟，以去除细胞和大颗粒碎片。
      3. 小心将上清液转移至新的离心管中，避免扰动沉淀。
      4. 在 4 °C、10,000 × g 条件下离心 10 分钟，使较小颗粒和凋亡小体沉淀。
      5. 通过 0.22 µm 注射器滤器将上清液过滤至洁净的 50 mL 离心管中。
      6. 立即进行外泌体分离，或分装后于 -80 °C 保存。
         注意： 澄清后的条件培养基可在 -80 °C 保存数月。避免反复冻融。
   3. 基于聚合物沉淀法的外泌体分离
      1. 若为冷冻样本，需在冰上解冻澄清后的条件培养基。
      2. 在冰上无菌管中，按 4:1 体积比将培养基与外泌体浓缩液混合（例如 20 mL 培养基 : 5 mL 溶液）。涡旋混合 1 分钟以确保均匀。
      3. 将混合物在 4 °C 静置 16–18 小时，使外泌体充分沉淀。
         注意： 可适当延长孵育时间以提高得率，但不应超过 24 小时。
      4. 在 4 °C、10,000 × g 条件下离心 75–80 分钟以沉淀外泌体。小心吸除上清液，避免扰动沉淀。
      5. 再次在 4 °C、10,000 × g 条件下离心 2 分钟，用移液器去除残留上清液。
      6. 用 1× PBS 重悬外泌体沉淀（每 20 mL 条件培养基使用 200 µL PBS）。
      7. 将重悬液转移至新的 1.5 mL 离心管中，在 4 °C、12,000 × g 条件下离心 2 分钟，保留上清液（富含外泌体颗粒），必要时可重复此步骤。
   4. 外泌体的纯化
      1. 将外泌体悬液加入置于收集管中的外泌体纯化滤柱。
      2. 在 4 °C、3,000 × g 条件下离心 10 分钟。
      3. 从收集管底部收集穿滤液，该液体中含有纯化的外泌体。
   5. 纯化外泌体的保存
      1. 将纯化的外泌体悬液分装为适合后续实验的单次使用体积。
      2. 将分装样品于 -80 °C 保存。
         ​注意： 分装至关重要，以避免反复冻融，后者可能破坏外泌体的完整性与生物学活性。
   6. DPSCs-Exo 的表征与鉴定
      1. 按步骤 1.2.6.2–1.2.6.6 所述方法进行透射电子显微镜（TEM）形态学分析。
      2. 用移液器吸取 10 µL 制备好的外泌体悬液样品，滴于预置的 Parafilm 上。将铜网（碳膜面朝下）置于液滴上，使其自然吸附 10–15 分钟。
      3. 用滤纸条吸去多余液体，短暂空气干燥。
      4. 用移液器吸取 10 µL 2% 磷钨酸溶液，滴于 Parafilm 上。将已完成吸附的铜网翻转，使碳膜面接触染色液，静置 3–5 分钟。
      5. 用滤纸条吸去多余液体，将铜网在白炽灯下干燥。
      6. 使用透射电子显微镜观察并拍摄图像。
      7. 按步骤 1.2.6.8–1.2.6.12 所述方法进行纳米颗粒追踪分析（NTA）以测定粒径分布与浓度。
      8. 用超纯水冲洗样品室三次。
      9. 根据制造商说明书，使用标准 100 nm 聚苯乙烯微球校准仪器。校准成功后进行测量。
      10. 用 1× PBS 冲洗样品室。
      11. 将外泌体样品用 1× PBS 稀释（1:500），加入样品室，使用仪器软件实时监测颗粒运动。
      12. 采集数据并生成相应的分析报告。
      13. 按步骤 1.2.6.14–1.2.6.24 所述方法通过 Western blot 分析鉴定蛋白标志物。
      14. 使用外泌体特异性蛋白裂解缓冲液裂解外泌体样品，并通过二喹啉酸（BCA）法测定蛋白浓度。
      15. 制备分离胶和浓缩胶。每孔加入等量蛋白样品，并在每块胶中加入 5 µL 蛋白 Marker。
      16. 以 80 V 恒定电压进行电泳，待染料前沿进入分离胶后，电压升至 120 V，继续电泳至染料前沿到达胶底部。
      17. 将聚偏氟乙烯（PVDF）膜裁剪至合适大小，并在甲醇中浸泡 5 分钟以活化。
      18. 制备转移缓冲液（25 mM Tris 碱，192 mM 甘氨酸，20%（v/v）甲醇，pH = 8.3）。将所有转移组件在转移缓冲液中平衡。
      19. 按阴极至阳极顺序组装转移“三明治”结构：海绵 – 滤纸 – 凝胶 – PVDF 膜 – 滤纸 – 海绵。去除气泡后，以 300 mA 恒定电流进行蛋白转膜。
      20. 转膜完成后，用含 0.1% Tween20 的 Tris 缓冲盐水（TBST）短暂冲洗 PVDF 膜，然后在室温下轻摇封闭 1 小时（5% 脱脂牛奶）。
      21. 将膜与一抗（如抗 CD63 和抗 TSG101）在 5% 脱脂牛奶中 4 °C 轻摇孵育过夜。用 TBST 洗涤三次，每次 5 分钟。
      22. 室温下与相应二抗孵育 30 分钟，随后用 TBST 洗涤三次，每次 5 分钟。
      23. 新鲜配制化学发光（ECL）工作液（A 液与 B 液按 1:1 混合），加至膜上，使用化学发光成像系统检测信号。

2.​ 人原代皮肤表皮角质形成细胞的分离与培养

1. 样本采集与运输
   1. 从宁波大学附属人民医院的健康男性供体获取包皮组织样本。
   2. 立即将提取的包皮组织置于含有100 U/mL青霉素-G和100 µg/mL链霉素的4 °C PBS中。
   3. 在4 °C条件下将样本运输至实验室，并在6小时内进行处理。
2. 无菌制备与组织切碎
   1. 将组织浸入70%乙醇中30秒至3分钟。
      注意：根据组织大小调整浸渍时间，以实现初步消毒。
   2. 使用无菌剪刀或手术刀，从清洗后的组织样本中解剖并去除皮下脂肪和结缔组织。
   3. 使用无菌手术刀片将组织切碎成小片段（片段大小 <1 mm³）。
      注意： 切碎3–4个组织样本通常耗时少于15分钟。若组织显得干燥，可在切碎过程中加入少量PBS。
   4. 将切碎的组织悬液转移至含有消化液（I型胶原酶2.5 mg/mL和Dispase II 2.5 mg/mL）的50 mL离心管中。每份切碎的组织加入10–20 mL消化液。
   5. 将混合物在37 °C培养箱中孵育60分钟。保持80 × g的轻柔振荡，或每20分钟手动剧烈振荡试管一次。
3. 二次消化与DNase处理
   1. 按1:5的体积比向消化混合物中加入0.25%胰蛋白酶-EDTA。在37 °C下孵育25分钟，并保持轻柔振荡。
      警告：胰蛋白酶具有刺激性。应佩戴适当个人防护装备，包括手套和护目镜。
   2. 按每毫升总消化体积加入10 µL的比例，向混合物中加入DNase I溶液（10 mg/mL）。在37 °C下孵育5分钟，并保持轻柔振荡。
4. 消化终止与原代细胞培养
   1. 加入等体积的含10% FBS的DMEM以终止酶消化反应。
   2. 通过移液上下吹打约20次，充分吹打混匀以解离组织片段。将细胞悬液经100 µm细胞筛过滤至新的50 mL离心管中。
   3. 在200 × g下离心5分钟，使细胞和组织片段沉淀。
   4. 弃去上清液，将沉淀物重悬于1 mL完全培养基（α-MEM，含20% FBS、100 U/mL青霉素和100 µg/mL链霉素）中。
   5. 将重悬的细胞和组织块接种至10 cm培养皿 中，并加入完全培养基至终体积为6 mL。
   6. 将细胞置于含5% CO₂的湿润环境中，37 °C培养。
      注意： 在培养过程中，向角质形成细胞培养物中补充Y-27632，终浓度为5 µM。
5. 细胞维持与传代
   1. 每2–3天更换一次培养基。
   2. 每日观察细胞状态。
      注意：原代皮肤表皮角质形成细胞通常会在10–14天内从组织块迁移出来，并达到80–90%融合度。
   3. 当细胞融合度达到80–90%时，使用0.05%胰蛋白酶-EDTA进行消化以实现传代。
      ​警告：胰蛋白酶具有刺激性。应佩戴适当个人防护装备，包括手套和护目镜。

3. 不同传代外泌体抗炎功能的验证

1. 细胞接种与准备
   1. 将表皮角质形成细胞以每孔 1.5 × 10⁵ 个细胞的密度接种至 12 孔板中。每孔加入 1 mL 完全培养基，培养 24 小时。
   2. 当细胞融合度达到约 70% 时，小心吸除培养基，用预热的 1× PBS 轻柔洗涤细胞单层两次。
2. 炎症刺激与外泌体处理
   1. 建立银屑病样细胞模型，使用促炎性细胞因子混合物 "M5"（包含 IL-1α、IL-17A、IL-22、Oncostatin M 和 TNF-α，各因子终浓度均为 10 ng/mL）刺激细胞。
   2. 对于处理组，将刺激后的细胞与 DPSC-Exos（每孔 50 µg）共同孵育。
   3. 对于阴性对照（NC）组，加入与外泌体等体积的 PBS。
      ​注意： 所有刺激和处理均应在不含 Y-27632 的培养基中进行，以避免其对炎症信号通路的潜在干扰。
3. 样本采集与 qRT-PCR 分析（不同传代次数间的功能比较）
   1. 处理 24 小时后收集细胞并提取 RNA。
   2. 分析关键炎症标志物 IL-23A 的表达。
      1. 通过 qRT-PCR 比较来自不同传代次数（P2、P4 和 P6）的外泌体处理组对 IL-23A 表达的抑制作用，以评估外泌体功能随传代次数的变化。
      2. qRT-PCR 扩增条件如下：95 °C 预变性 3 分钟，随后进行 40 个循环，每个循环包括 95 °C 变性 10 秒，60 °C 退火/延伸 30 秒。
      3. 进行熔解曲线分析（65 °C 至 95 °C），以确认扩增特异性。
         ​注意： 引物序列：人 IL-23A（正向：5'-GAAGAGGGAGATGAAGAGAC-3'，反向：5'-TATCCGATCCTAGCAGCTTC-3'）；人 H36B4（正向：5'-GCAATGTTGCCAGTGTCTGT-3'，反向：5'-GCCTTGACCTTTTCAGCAAG-3'）

结果

牙髓干细胞的鉴定与表征
采用所述方案分离的原代牙髓干细胞（DPSCs）在体外扩增过程中表现出稳定的生长特性和典型的间充质细胞形态。如图1所示，第2、第4和第6代DPSCs均呈现为均一的纺锤形、成纤维细胞样细胞群体，各代之间无明显形态学差异，亦无自发分化迹象。所有代次的DPSCs均在相同培养条件下进行培养，以尽量减少实验变异性。

为确认体外扩增后的DPSCs在后续传代中仍保留间充质干细胞特性，对第6代细胞进行了流式细胞术分析，以此作为体外扩增过程中维持干细胞特性的代表性质量控制。这些细胞高表达间充质干细胞标志物CD44、CD90和CD105，而不表达造血和内皮细胞系标志物CD45、CD19和CD14（图2）。结果表明，DPSCs在连续传代后仍保持稳定的间充质干细胞表型，适用于后续外泌体的制备。

牙...

讨论

本研究中描述的标准化方案为牙髓干细胞（DPSCs）的分离、DPSC来源的外泌体（DPSC-Exos）的制备，以及这些囊泡在多个细胞传代过程中的功能验证提供了可重复的实验框架。下文重点讨论了关键的操作注意事项、优化策略、方法学局限性，以及该工作流程在再生医学研究中的广泛意义。

该方案的可靠性取决于从组织来源和处理等最早阶段开始的严格质量控制。牙髓干细胞（DPSCs）分离自年轻供体的健康牙髓组织，包括成年个体（18–25岁）的第三磨牙以及青少年（12–16岁）的正畸减数前磨牙。来自较年轻个体的牙髓通常能获得增殖能力更强且干性保持更完整的细胞，为后续外泌体的生产提供了稳定的生物学基础^3,20。在抗生素保护条件下快速运输和处理样本，可进一步降低污染风险并提高培养的稳定性。

在DPSC分离过程中，选择酶消化法而非组织块贴壁法。尽管这两种方法均被广泛使用，但酶消化法能够在更短的时间内获得数量更多且更为均一的细胞群体，这对于...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
0.05% 胰蛋白酶-EDTA 溶液	Gibco	25300054	由于其较强的消化能力，胰蛋白酶被广泛用于细胞解离、常规细胞培养传代以及原代组织解离。
100 mm 细胞与组织培养皿	生物膜	TCD010100	表面处理/未处理 无菌&无热原 无DNase/RNase
100 nm PS珠	赛默飞世尔科技	3100A	在进行纳米颗粒跟踪分析（NTA）实验之前，必须使用已知精确粒径（100 nm）的标准品对仪器进行校准。
15 mL 大容量锥形离心管	KIRGEN	KG2611	无菌、无RNase/DNase且无热原
200目 Formvar-碳涂层铜网	钟 Jing 科学 仪器	AZH200	支持外泌体样品的透射电镜成像。Formvar-碳涂层可增强样品的附着性和导电性，而200目网格可提供足够的开放面积，有利于颗粒均匀分布和稳定成像。
37 °C 培养箱	赛默飞世尔科技	51032877	37摄氏度的CO2培养箱提供了理想的体外环境。
50 mL 大容量锥形离心管	KIRGEN	KG2811	无菌、无RNase/DNase且无致热原
抗CD63抗体 [MX-49.129.5]	Abcam	ab193349	抗CD63抗体 [MX-49.129.5] (ab193349) 是一种可检测CD63的小鼠单克隆抗体 Western Blot、流式细胞术（胞内）、流式细胞术、免疫组化（石蜡切片）、免疫细胞化学/免疫荧光。适用于 人类
抗TSG101抗体 [EPR7130(B)]	Abcam	ab125011	抗TSG101抗体 [EPR7130(B)] (ab125011) 是一种可检测TSG101的兔单克隆抗体 Western Blot、流式细胞术（胞内）、流式细胞术、免疫组化（石蜡切片）、免疫细胞化学/免疫荧光。适用于 人、小鼠、大鼠
自动细胞计数仪	Countstar	IC1000	用于快速、精确细胞计数的自动细胞计数仪
BCA 蛋白质测定试剂盒	碧云天	P0012	在 50 - 2000 浓度范围内具有良好的线性关系 μg/ml
台式离心机	BIORIDGE	TD5	用于实验室环境中快速高效分离样品的台式离心机
生物安全柜	赛默飞世尔科技	1379	生物安全柜是一种无菌密闭装置，通过过滤空气中的病原体并在微生物操作过程中防止交叉污染，从而保护操作人员、样本和环境免受生物危害。
细胞培养板，12孔	Eppendorf	0030721110	经组织培养处理，带盖，平底 无菌，无可检出的热原和RNase & DNase，人源 & bact.DNA 非细胞毒性
细胞培养板，96孔	NEST	701001 0714B	组织培养处理、聚苯乙烯、无热原、无菌
细胞保存	正常对照培养基	C40100	无血清、无动物蛋白 无细胞冷冻培养基
I型胶原酶，粉末状	Gibco	17100017	胶原酶是一种蛋白酶，可切割胶原中高频出现的Pro-X-Gly-Pro序列中中性氨基酸（X）与甘氨酸之间的肽键。
Dispase II，粉末	Gibco	17105041	Dispase II（中性蛋白酶）是一种氨基内肽酶，可水解非极性氨基酸残基的N端肽键。
Dulbecco改良Eagle培养基	Gibco	C11995500BT	[+]4.5 g/L D-葡萄糖 L-谷氨酰胺 [+]110 mg/L 丙酮酸钠
Evo M-MLV 逆转录试剂盒	AG	AG11707	专用于实时荧光定量RT-PCR的反转录试剂。该试剂采用具有强延伸能力的Evo M-MLV反转录酶，可在短时间内高效合成cDNA。
外泌体浓缩液	Umibio	UR52111	从细胞上清液中提取外泌体
无外泌体胎牛血清	Umibio	UR50202	无外泌体的胎牛血清是通过过滤无菌采集的健康胎牛血清获得的， ≥胎牛血清中99%的内源性外泌体已被去除。处理后的胎牛血清具有与处理前相同的细胞生长速率和形态。
胎牛血清，经鉴定，澳大利亚	Gibco	10099141	血红蛋白水平： ≤30 mg/dL（常规水平） ≤25 mg/dL
人-H36B4	Sangon Biotech	SB002	正向：5'-GCAATGTTGCCAGTGTCTGT-3'；反向：5'-GCCTTGACCTTTTCAGCAAG-3'
人IL-23A	Sangon Biotech	SB002	正向：5'-GAAGAGGGAGATGAAGAGAC-3'；反向：5'-TATCCGATCCTAGCAGCTTC-3'
倒置生物显微镜	Leica	DMI1	直接观察贴壁于培养瓶和培养皿等容器壁上的活细胞或活组织。
最低必需培养基	Gibco	C12571500BT	L-谷氨酰胺 [+]核糖核苷 [+]脱氧核糖核苷
NcmSpin Rapid RNA 提取试剂盒	正常对照培养基	M5106	该试剂盒可从多达 3,000,000 个细胞或多达 10 mg 组织中快速提取总 RNA。
青霉素-链霉素	正常对照组	C100C5	含10,000单位/毫升青霉素和10,000微克/毫升链霉素。经滤膜除菌，可直接用于细胞培养，有效防止细胞污染。
PerfectStart Green qPCR SuperMix	TransGen	AQ601-02-V2	一种可结合所有双链DNA小沟的荧光染料，激发后发出绿光。在PCR扩增过程中，该染料嵌入新扩增的DNA中，导致荧光信号增强。在变性步骤中，DNA双链分离，染料被释放，引起荧光信号显著下降。
磷酸盐缓冲液（PBS）	Viva Cell Biosciences	C3582-0500	其功能是维持培养基的pH在生理范围内，并保持细胞内外的渗透压平衡。
磷钨酸	Solarbio	G1870	用于透射电子显微镜样品制备的负染色。
SW 摇床水浴箱	Julabo	(DIN 12876-1)I	工作温度范围为 +20 至 +99.9 °C
注射器滤器，0.22 μm/33 mm，PES	碧云天	FF362	DNase/RNase Free 低蛋白结合 非致热性 独立包装
透射电子显微镜（TEM）	HITACHI	HT7700	用于纳米颗粒形态的高分辨率成像，包括外泌体。在80 kV的加速电压下操作–100 kV 下观察负染样本，以确认颗粒的大小、形状及结构完整性。
ZetaView_Particle Metrix	Particle Metrix	PMX-120	用于测量纳米颗粒的粒径、浓度、Zeta电位及荧光特性。