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将去除红细胞的脾细胞置于含有细胞通透性钙离子敏感荧光染料 Indo-1 AM 的缓冲液中。
细胞内酯酶将Indo-1 AM裂解为不可透过细胞膜的Indo-1,后者可与钙离子结合,使Indo-1的荧光信号由蓝色变为紫罗兰色。
加入与抗原特异性的荧光素偶联抗体,使其特异性结合细胞上的相应抗原。
通过流式细胞术,鉴定荧光标记的B细胞并测量其Indo-1紫光到蓝光的荧光比值。
现在,用含有与脂质体双层膜结合的IgM Fab片段的抗原性脂质体处理细胞。
B细胞受体与脂质体偶联的抗原结合,激活相关的胞质酪氨酸激酶,并触发磷脂酶Cγ2的活化。
活化的磷脂酶C切割细胞膜磷脂磷脂酰肌醇4,5-二磷酸,生成包括肌醇1,4,5-三磷酸(IP3)在内的第二信使。
IP3 与内质网上的 IP3 门控钙通道结合,将钙离子释放到细胞质中。
这些钙离子与未结合的 Indo-1 分子结合,增强紫色荧光。
标记B细胞中较高的Indo-1紫光-蓝光荧光比值证实了抗原性脂质体成功激活了这些细胞。
为了监测B细胞对脂质体抗原激活的应答,将1.5 × 107个脾细胞重悬于钙流负载缓冲液中,并向细胞中加入1.5 µM Indo-1,轻轻颠倒离心管数次以混匀。在37°C避光水浴孵育30分钟后,加入5倍体积的钙流负载缓冲液,离心收集标记了Indo-1的细胞。
进行B细胞设门时,将细胞与抗CD5和抗B220抗体在0.5毫升加载缓冲液中于4摄氏度避光孵育20分钟。孵育结束后,用新鲜的钙流加载缓冲液洗涤细胞,并将细胞沉淀重悬于新鲜的钙流运行缓冲液中,浓度为每毫升1至2×107个细胞,置于冰上避光保存,直至进行分析。
接着,将 0.5 毫升细胞加入一个带盖的 5 毫升圆底聚苯乙烯管中,并将细胞在 37 摄氏度水浴中预热。3 至 5 分钟后,将试管转移至连接循环水浴的 37 摄氏度水套室,并将试管放入流式细胞仪的水套中运行。
以每秒 5,000 至 10,000 个事件的速度采集数据后,让细胞稳定 15 至 30 秒,重新启动数据采集,至少持续采集 10 秒以建立背景读数。在第 10 秒时,迅速将样品管从流式细胞仪中取出,加入适当实验浓度的抗原性脂质体。随后脉冲涡旋混匀细胞,并将样品管放回细胞仪中继续检测 3 至 5 分钟。