2019年5月20日
在小鼠中进行实验物质的气管内(IT)给药时,常导致药物在远端肺部的分布不对称。 本报告中,我们描述了一种直接支气管内(IB)给药方法,可在不进行手术的情况下对活体小鼠的每侧肺进行插管。 该方法可用于选择性地向单侧肺给药,也可经调整后用于改善双侧肺的药物对称性分布。
为了在小鼠中建立肺部疾病模型,通常通过气管内注射给予实验性药物。然而,这种方法无法选择性地靶向单侧肺,且药物在双侧肺之间的分布可能不对称。通过对麻醉小鼠的单个肺进行插管,我们可以实现实验性药物的单侧给药。
经过改良后,该方法可双侧使用,以改善双肺沉积的对称性。导管的制备,包括抛光、轻微弯曲以及标记,是成功的关键要素。当然,熟练掌握该技术也十分必要。
演示该操作的是我实验室的专业研究助理 Sumei Liao。在确认小鼠对脚趾夹捏无反应后,将一只8至10周龄、经麻醉的C57-Black/6小鼠仰卧位悬挂在覆盖有布巾的缝合线上,使其门齿钩住缝合线。使用两到三条钩环胶带松散固定小鼠,注意避免限制其呼吸,并打开发光二极管光纤照明器。
将操作者置于平台后方,位于小鼠背侧。将照明灯的鹅颈管调整至距离小鼠2到3厘米的位置,使光线透过皮肤照亮喉部区域。用优势手持无菌镊子将舌头从小鼠口腔中轻轻拉出。
用非优势手和无菌压舌板压平舌根,充分暴露口咽部。松开镊子后,用优势手将延长的导管经口腔插入气管。通过观察注射器内的气泡是否随每次呼吸上下移动来确认导管位置是否正确。
对于远端右肺的叶选择性插管,在经气管插管后,将塑料板旋转30度,并将导管的接头部分平行于小鼠中线推进至根据体重确定的适当深度,具体深度参见表格。使用凝胶加样枪头,向导管内注入20 µL的0.3%伊文思蓝染料,随后用玻璃滴管加入一至两份100 µL的空气。然后撤出导管,将小鼠保持原位30秒,之后将其置于加热毯上,并持续监测直至完全恢复。
对于远端左肺的肺叶选择性插管,在经气管插管后,将塑料板逆时针旋转74度,并在施加适度压力(方向向下90度并朝向书挡)的同时,轻柔地将导管推进至左主支气管。在完成左下肺段插管后,将塑料板逆时针旋转30度,使用凝胶加样枪头注入40 µL的0.3%伊文思蓝染料。随后,通过玻璃滴管注入一至两份100至300 µL的空气,然后撤出导管,使小鼠恢复,操作如图所示。
对于右全肺给药,在气管插管后,将塑料板旋转30度,并使导管与小鼠体中线平行推进,达到右侧远端肺叶插管所需的深度。确认出现呼吸急促的征象后,将小鼠向负74度方向旋转,以利用重力辅助试剂输送。将导管回撤至与右主支气管起始位置相对应的部位,并确保导管斜面朝下。
向右肺输送30微升0.3%伊文思蓝染料,随后注入一至两份100至300微升的空气。然后撤出导管,让小鼠恢复。对于左全肺给药,在气管插管后,将塑料板旋转负74度,同时轻轻将导管推进至左侧主支气管,并施加适度压力,方向分别为向下90度及朝向书挡方向。
确认无呼吸急促体征,将小鼠旋转86度,以借助重力辅助给药。将导管撤至左侧主支气管,并调整导管斜面朝下。使用凝胶加样枪头向左肺注入30 µL的0.3%伊文思蓝染料,随后注入一至两份100至300 µL的空气。
然后,撤出导管,使小鼠恢复,如图所示。通过气管内和对称性支气管内两种途径给予异硫氰酸荧光素标记的葡聚糖(FITC-dextran)后,肺实质的FITC荧光呈现不对称分布,左肺的相对浓度更高。这表明,气管内给药后实验物质在两肺的不对称分布并非由于药物在左右主支气管中的不均等递送所致,而是由于尽管主支气管的递送量相等,但肺组织重量和质量的差异导致了药物浓度的稀释效应。
剂量调整后的支气管内给药可改善肺实质内药物递送的对称性。然而,尽管进行了这种校正,右肺各肺叶内部仍可观察到持续存在的异质性。气管内给予博来霉素诱导肺纤维化损伤后21天,炎症主要出现在左肺,右肺的损伤程度较轻。
相反,调整剂量的支气管内博来霉素给药会导致左肺损伤轻微减轻,而右肺损伤加重,其中以中叶和上叶的损伤最为明显。进行全肺给药时,切记撤出导管,并使导管斜面朝下。
查看完整文字稿并访问数千部科学视频
本研究介绍了一种直接的经支气管途径,用于向活体小鼠肺部给予实验性药物。该方法可实现单侧肺的选择性给药,也可调整为双侧肺更对称的分布给药。
在小鼠模型中进行选择性支气管内给药,可通过将药物精确递送至肺部特定区域,解决呼吸系统疾病临床前研究中的关键挑战。该技术通过减少给药分布的不对称性并提高实验可控性,增强了疾病建模和治疗评估的预测可靠性。该方法的应用可为肺部药物研发中的项目决策提供更可靠的转化研究依据。
该方法通过实现精确给药,用于假设验证、模型验证以及肺部疾病的转化研究,从而融入从发现到临床前研究的连续过程。