一种改良的大鼠鞘内导管置入方法

鞘内插管技术已广泛应用于动物实验，尤其是神经病理性疼痛相关研究。然而，传统方法仍存在若干局限性。尽管一些研究者已尝试改进传统方法，但现有技术仍需进一步优化。

本文介绍了一种改良的大鼠鞘内导管置入方法，该方法简便、操作方便且可靠，适用于重复性鞘内给药。准备一根15厘米长的PE10管。将一根20厘米长、两端抛光的不锈钢丝插入PE10管中作为支撑，并在距一端2厘米处对导管进行标记。

剪断22G针头的尖锐部分，并用一对镊子封闭其远端。将硬膜外导管切成一厘米长的片段，然后将这些片段插入去除了尖端的22G针头中，并用加热的直头镊子封闭针头远端。

该装置称为管封帽。用剪刀准备一块0.3厘米×0.5厘米的抗过敏胶带。准备用于鞘内导管植入的器械，这些器械在手术前已进行灭菌。

包括带齿镊子、剪刀、灌胃装置、手术刀柄和10号刀片。用乙醇对PE10管和导丝进行约两小时的消毒。以每分钟三升的流速使用3%异氟烷麻醉大鼠。

将大鼠置于手术台上，用镊子夹住其后肢足垫。若刺激后肢无运动反应，则表明麻醉成功。在鞘内插管前，通过肌肉注射给予每公斤体重1毫克的美洛昔康，以确保充分的麻醉和镇痛。

使用剃毛器去除背部腰椎区域及两耳之间的毛发。在大鼠腰部与髋部交界处的腹部下方放置一个离心管。用聚维酮碘溶液和乙醇溶液对术区消毒三次。

用无菌敷料覆盖大鼠，并暴露手术区域。术前用生理盐水冲洗。通过在左右双侧髂嵴中点处定位 L6 椎体的棘突，确定 L5 与 L6 之间的椎间隙位置。

用操作者左手拇指和食指固定皮肤，然后在 L4 与 S1 棘突之间正中线上做一条 3 至 4 厘米长的切口。用剪刀钝性分离皮下组织。再次定位 L5 与 L6 之间的椎间隙。用有齿镊夹住并提起 L5 椎板，以扩大椎间隙。

然后用剪刀钝性分离椎体周围的肌肉，直至完全暴露L6棘突顶端。用有齿镊提起L5棘突，并用另一把镊子扩大椎间隙，再用棉球清理L5至L6椎间隙，直至完全暴露倒V形区域。在倒V形区域、L6棘突顶端稍下方，用23G针头穿刺脊柱。

在穿刺部位将装有不锈钢丝的PE10管小心插入脊髓腔，穿刺部位向尾部倾斜30度。调整插入角度，直至PE10管能够无阻力地顺利插入。当PE10管上的标记区域到达后部肌肉时，停止插管。

缓慢地将不锈钢丝从PE10管中抽出，然后将PE10管连接至注射器，注入20 µL生理盐水。移除注射器后，生理盐水可能持续从PE10管流出，表明PE10管已成功插入蛛网膜下腔。确认PE10管通畅后，使用4-0缝线缝合椎体一侧的肌肉并打结。

然后将缝线绕过PE10管并再打一个结。不要剪断缝线，并将另一侧的肌肉进行缝合。再次将缝线绕过PE10管打结。

打第三个结并剪断缝线。在耳间中点下方1厘米处做一个0.5厘米长的切口。用剪刀钝性分离皮下组织。

将金属灌胃管通过切口向尾部插入，直至其尖端在腰部切口处可见。将PE10管的远端插入灌胃管中，直至PE10管从灌胃管的另一端穿出。

然后轻柔撤出灌胃针。确认PE10管再次通畅后，用4-0缝线缝合腰部切口周围的剩余肌肉。将缝线围绕PE10管打结，并再打一个结固定。

再次固定 PE10 管。缝合皮肤时注意避免损伤 PE10 管，然后用 4-0 缝线缝合颈部皮肤。将缝线围绕 PE10 管打结，以固定 PE10 管。

确认 PE10 管通畅后，用密封帽封闭 PE10 管的体外端。用一块纸巾将 PE10 管擦干，并在 PE10 管上缠绕数圈抗过敏胶带，以防止大鼠活动时 PE10 管回缩。术后将大鼠放回笼中，并在其从麻醉中恢复期间密切观察，直至其恢复意识。

大鼠完全清醒后，取下密封帽，使用 Hamilton 注射器以每秒 0.2 微升的速度向 PE10 管中注入 20 微升 2% 利多卡因，随后注入 10 微升生理盐水。用密封帽封闭 PE10 管。将大鼠置于桌面上，仔细观察。

腰池注射利多卡因后出现后肢瘫痪，表明导管置入成功。后肢瘫痪通常持续约30分钟。在恢复期间应密切监测大鼠，直至肢体功能完全恢复。

大鼠鞘内注射利多卡因后双侧下肢完全性截瘫，表明导管置入成功。比较本研究改良方法与既往报道方法的导管置入成功率。本改良方法的鞘内导管置入成功率为95%，高于Hou等报道方法的88%。

比较改良方法与既往报道方法的长期留置导管率。Storkson 等人的研究显示，鞘内导管植入后第2、5和7天的长期留置导管率分别为94%、81%和65%。本方法在鞘内导管植入后第2、5和7天的长期留置导管率分别为95%、90%和85%。

总之，这种改良的鞘内导管置入方法可作为重复给予鞘内药物的有用工具，代表了一种简单、便捷且可靠的方法，能够缩短实验周期。