使用氙气麻醉验证高压压力系统 黑腹果蝇

我的研究旨在了解全身麻醉的作用机制，在高压条件下有多种气体具有麻醉作用。本方案使我们能够使用氙气对果蝇进行麻醉，以研究全身麻醉的基本机制。实验开始时，为每次实验收集20只已麻醉的雌雄黑腹果蝇（Drosophila melanogaster），果蝇日龄为1至3天，并将其置于含食物的试管中，在约22°C的温度下静置至少24小时后再进行实验。

将气体从其容器气瓶转移至不漏气的气体袋中以供实验使用。使用硅胶管，将气瓶出口直接连接到气体袋入口，以实现气体转移。将一段25毫米长的硅胶管连接到聚丙烯注射器上。

将聚丙烯注射器连接至气体袋和三通旋塞。组装高压装置时，首先将LED灯箱水平放置在桌面上。将注射泵紧邻LED灯箱的一个短边放置，方向应确保实验用注射器放置后可延伸至背光上方。

现在，截取一段75毫米长的硅胶管。使用硅胶管将三通旋塞的中心喷嘴与压力计连接。在压力计侧的喷嘴以及三通旋塞的上端口处使用弹簧夹，以确保管路牢固固定。

然后，使用注射泵控制单元上标有双箭头的按钮，将推进速度设置为 80 毫米每分钟，持续时间为 38 秒，以实现柱塞的自动压缩或解压。接下来，限制实验室内环境光，并打开 LED 光源台。将亮度调至三级，以提高视频对比度。

从聚碳酸酯注射器中取出活塞。在注射器尖端放入少量棉花，以防止果蝇逃逸。将40只果蝇转移至聚碳酸酯注射器时，取下小瓶盖，将注射器筒体置于小瓶顶部，翻转整个装置，轻敲使果蝇进入注射器筒体内。

将注射器方向调整至筒身刻度面向摄像头，以最佳观察果蝇。通过调节螺丝将筒身和柱塞头固定在注射泵上。现在，取下注射器尖端的棉塞，并将注射器连接至三通阀。

开始录像。打开压力计，然后转动旋塞使压力计与注射器连通，并确认压力为零千帕。将三通旋塞转至侧向位置，以允许注射器与外界进行气体交换。

使用注射泵的手动控制功能，将活塞从20毫升刻度移动至2毫升刻度。从气体袋中吸取18毫升麻醉气体至聚丙烯注射器中。将注射器连接至三通阀的侧向鲁尔锁接口。

然后，使用注射泵的手动模式将活塞回拉至 20 毫升刻度处。旋转阀门使压力计与注射器连通，并观察压力读数。启动自动活塞运动，采用预设的速度和持续时间参数。

在监测压力的同时，用 38 秒时间让推杆缓慢到达 5 毫升刻度处。将推杆保持在 5 毫升位置 20 秒，并记录峰值压力。轻轻敲击注射器，使粘附在推杆上的果蝇脱落，并让它们沉降至底部。

20 秒后开始自动减压。当柱塞返回至 20 毫升刻度时结束实验，并记录最终压力以进行漏气控制。启动 ScreenFlow 以编辑视频。

将每段录制的视频裁剪至对应注射器筒前五毫升的感兴趣区域。将每段视频截取为注射器减压后前20秒的片段。将视频导出为GIF格式，并进行复制备份。

现在，启动 Fiji 软件以从不同的副本中删除第一帧和最后一帧。依次点击图像、视频编辑，然后删除帧。接着点击处理、二值化，将每个 GIF 文件转换为二值图像，使果蝇在黑色背景上呈现白色。

在 Fiji 中打开这两个二进制文件。通过选择“Process”（处理）和“Image Calculator”（图像计算器）来计算它们之间的像素差异，生成一个像素差异文件。保存像素差异文件后，选择“Analyze”（分析）和“Analyze Particles”（分析颗粒），调整像素大小阈值以提高信噪比。

保存生成的包含每帧像素差异的CSV文件。利用该数据计算帧间累积运动，以进行统计学比较。实验视频通过转换为二值图像和差分图像进行处理，为像素分析做好准备。

如果不进行阈值处理，像素差异会在各帧之间累积，导致基线信号升高至约20,000。应用100至1000的像素大小阈值可降低背景信号，并突出由果蝇运动引起的差异。在第200帧之前，每帧的像素差异值始终接近于零。

YOLOv11 N 模型以较高的逐帧准确率追踪果蝇，但频繁的遮挡导致果蝇 ID 分配过多。由于追踪存在不一致性，果蝇运动通过汇总每次实验中所有 ID 的运动量，并以最多 200 个 ID 进行归一化来量化。暴露于 85% 氙气的果蝇比暴露于 90% 或 95% 氙气的果蝇恢复更快且运动更多。

本方案具有操作简便、速度快的优点，且所用材料比传统压力舱更经济。最大压力限制在约四个大气压，由于密封不完全会导致压力逐渐下降。该装置可实现对小型模式生物在麻醉气体作用下行为变化的可重复性测量。