Soft-Lithographie Funktionalisierung und Strukturierung Oxydfreie Silizium und Germanium

Dieses Protokoll zeigt, wie man siliziumfreies Silizium in Germanium mit reaktiven organischen Monolagen mithilfe eines äußerst effizienten und in der Handhabung einfachen Druckverfahrens strukturieren kann. Es wird außerdem die selektive Funktionalisierung der strukturierten Substrate mit kleinen Molekülen sowie Proteinen demonstriert. Der erste Schritt des Protokolls besteht darin, Silizium- oder Germaniumsubstrate kovalent mit einer hochstabilen primären organischen Monolage zu modifizieren.

Dies schützt die zugrundeliegende anorganisch-organische Grenzfläche vor reaktiver Degradation und oxidativen Schäden. Die kovalent gebundene Hydroxyamid-Ester-Deckschicht wird gebildet, um latente hydrolytische und reaktive Funktionalitäten bereitzustellen. In einem zweiten Schritt werden die uniformen zweilagigen, mit NHS modifizierten Substrate durch katalytisches Mikrokontaktdrucken strukturiert, wobei ein mit sulfonsäuremodifiziertem elastomerem Stempel kontaktiert wird; der Kontakt mit dem Stempel hydrolysiert die NHS-Gruppen und bildet somit Muster aus chemisch unterschiedlichen, NHS-aktivierten und freien Carbonsäuren. Anschließend werden die strukturierten Substrate mit kleinen organischen Molekülen und Proteinen funktionalisiert.

Dieser Schritt wird zunächst durch die Fixierung von NI-Trioxyessigsäure-terminierten heterofunktionalen Linkern an NHS-funktionlisierten Bereichen und anschließend durch die selektive Bindung von hexahistidinmarkiertem grün fluoreszierendem Protein abgeschlossen. Die Methode liefert hervorragende Ergebnisse mit Mustern unterschiedlicher Fluoreszenzintensität, die sehr deutlich sind und eine bemerkenswert stabile Integritätsstruktur nach mehrfachen Oberflächenmodifizierungen aufweisen.

Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden liegt also in der Genauigkeit. Das Muster wird tatsächlich durch die Präzision des Stempels selbst bestimmt, nicht durch Diffusion. Das Projekt wurde ursprünglich auf der Idee basierend initiiert, dass Strukturierungstechniken, die auf katalytischen Reaktionen anstelle einfacher Abscheidung beruhen, zahlreiche Vorteile aufweisen müssen.

Einerseits werden Katalysatoren während der Reaktion nicht verbraucht und können mehrfach wiederverwendet werden, im Gegensatz zu herkömmlichen Druck- oder Abscheidungsmethoden, bei denen kontinuierlich neue Strukturierungsmaterialien zugeführt werden müssen. In unserer frühen Arbeit haben wir tatsächlich ein Katalysatormolekül an eine AFM-Spitze gebunden und dieses dann wie ein Werkzeugmaschinenteil in einem seriellen Prozess über die Oberfläche gezogen, um Strukturen zu erzeugen.

Doch der elastomere Stempel war eine logische Erweiterung für parallele Fertigungsanwendungen. Einer der wichtigsten Aspekte des Protokolls ist die Verwendung des zweischichtigen molekularen Systems. Das System ermöglicht es uns, sowohl zu ätzen als auch oxidfreie und organische Substrate zu funktionalisieren.

Im Idealfall sollte der anfängliche primäre SAM eine vollständige Abdeckung aller freiliegenden Oberflächenatome erreichen und ein dicht gepacktes molekulares System bilden, das die Oberfläche sowohl vor Oxidation als auch vor Zersetzung schützt. Die sekundäre Deckschicht sollte terminale funktionelle Gruppen enthalten, die durch zusätzliche chemische Umsetzungen weiter modifiziert werden können. Die wesentlichen Einschränkungen hinsichtlich der Auflösung der traditionellen Mikrokontaktdrucktechnik sind die Diffusion des Musters und der Moleküle.

Unsere Methode ermöglicht eine chemische Reaktion zwischen einem Katalysator, der derzeit auf einem Stamm immobilisiert ist, und einem an Silizium oder Germanium gebundenen Substrat. Aufgrund dieser Eigenschaften erlaubt unsere Technik die Reproduktion sehr kleiner Strukturen mit einer Größe von weniger als 100 Nanometern. Oder da die Methode chemische Muster erzeugt, ist es möglich, diese durch gezielte Reaktionen mit verschiedenen biologischen und organischen Molekülen zu funktionalisieren.

Dieses Verfahren erfordert die Verwendung mehrerer gefährlicher Chemikalien, wie Flusssäure, Nano-Chip-Lösung und Phosphorpentachlorid. Beim Arbeiten mit diesen Reagenzien ist es wichtig, die geeignete Schutzkleidung zu tragen und in einer gut belüfteten Umgebung zu arbeiten. Der schwierigste Teil dieses Protokolls besteht darin, die chlorierten Oberflächen schnell in die Grignard-Lösung zu überführen.

Um die Neubildung der Oxidschicht zu vermeiden, bereiten Sie zunächst eine Silizium-111-Wafer vor. Schneiden Sie ihn in quadratische Substrate mit einer Kantenlänge von einem Zentimeter, entfernen Sie Staub von den Substraten und spülen Sie sie mit Wasser und filtriertem Ethanol ab. Entfernen Sie anschließend jegliche organische Kontamination, indem Sie die Siliziumsubstrate in eine Glaswanne mit Nanos tauchen.

Lösung zum Abstreifen auf 75 Grad Celsius erwärmen. 15 Minuten warten, dann spülen. Jedes Substrat mit deionisiertem, gefiltertem Wasser reinigen.

Legen Sie jedes Substrat für fünf Minuten in eine 5 %ige HF-Lösung, um die native Oxidschicht zu entfernen, und trocknen Sie das oxidfreie Silizium mit Stickstoff. Um ein chloriertes Substrat herzustellen, tauchen Sie jedes oxidfreie Siliziumstück sofort in ein Szintillationsfläschchen, das zwei Milliliter gesättigtes Phosphorpentachlorid in Chlorbenzol enthält. Nach Abschluss der Reaktion.

Lassen Sie die Vials bei Raumtemperatur abkühlen. Spülen Sie jede Oberfläche mit Chlorbenzol ab und trocknen Sie sie unter gefiltertem Stickstoff. Anschließend bringen Sie jede chlorierte Siliziumoberfläche in ein Druckvial, das vier Milliliter Propanol-Magnesiumchlorid enthält.

Die Druckgefäße 24 Stunden lang bei 130 Grad Celsius inkubieren. Nachdem die Druckgefäße auf Raumtemperatur abgekühlt sind, jede Oberfläche schnell mit Dichlormethan und Ethanol abspülen und unter gefiltertem Stickstoff trocknen, wie bei der Vorbereitung des Silizium-Substrats. Eine Germanium-Scheibe in Quadrate mit einer Kantenlänge von einem Zentimeter z schneiden und mit Wasser sowie gefiltertem Ethanol abspülen und entstauben.

Entfernen Sie organische Verunreinigungen, indem Sie die Substrate 20 Minuten lang in eine Schale mit Aceton eintauchen. Tauchen Sie sie anschließend 15 Minuten lang in eine 10 %ige HCl-Lösung ein. Trocknen Sie die Substrate mit Stickstoff und legen Sie jede chlorierte Oberfläche in ein Druckgefäß, das vier Milliliter Octylmagnesiumchlorid enthält.

Inkubieren Sie die Gefäße bei 130 Grad Celsius für 48 Stunden. Nach der Inkubation lassen Sie die Gefäße auf Raumtemperatur abkühlen und spülen Sie jede Probe schnell mit Dichlormethan und Ethanol ab. Trocknen Sie die Proben unter gefiltertem Stickstoff.

Beginnen Sie damit, einige Tropfen der NHS-Diaz-Lösung auf die methylierte Oberfläche zu pipettieren. Lassen Sie die Lösung über die gesamte Oberfläche verteilen. Stellen Sie die Oberflächen 30 Minuten lang unter eine UV-Lampe.

Fügen Sie anschließend weitere Tropfen NHS Diaz zur Oberfläche hinzu und lassen Sie die Reaktion weitere 30 Minuten lang ablaufen. Spülen Sie die NHS-modifizierten Oberflächen mit Dichlormethan und Ethanol und trocknen Sie sie unter gefiltertem Stickstoff.

Dann fahren Sie mit der Funktionalisierung der kleinen Moleküle fort. Analysieren Sie abschließend die Oberflächen mittels XPS, um die elementare Zusammensetzung zu bestimmen. Beginnen Sie die Herstellung des Stempels, indem Sie Natriumtumorcaptoethansulfonat in 10 Milliliter einer vierfach normalen HCl-Lösung in Dioxan einrühren.

Rühren Sie die Lösung bei Raumtemperatur zwei Minuten lang. Filtrieren Sie das Natriumchlorid durch einen feinen Glasfilter und anschließend durch einen 0,2-Mikron-PTFE-Membranspritzenfilter. Nehmen Sie nun die klare Lösung der Tumor-Capto-Ethan-S-Phonsäure in Dioxan und verdampfen Sie das Dioxan unter vermindertem Druck.

Reagieren Sie die resultierende Säure mit zwei Millilitern Polyurethanacrylat, vorgepolymerer Mischung bei Raumtemperatur und anschließend unter Vakuum bei 50 Grad Celsius. Stellen Sie sicher, dass die Mischung vollständig von eingeschlossener Luft befreit ist, um eine erfolgreiche Polymerisation der vorgepolymeren Mischung zu gewährleisten. Es ist wichtig, niemals zu erhitzen, wenn die Reaktion mit mir erfolgt.

CAPTA atten phonic acid und, während die Sauerstoffung unter Vakuum erfolgt, die Lösung, solange sie viskos ist, auf das strukturierte Silikonabformwerkzeug gießen und mit einer flachen Glasplatte abdecken, die in Parafilm eingewickelt ist. Anschließend die Form durch Bestrahlung mit UV-Licht aushärten. Nach der Polymerisation die Glasplatte und den Parafilm entfernen und den Stempel vorsichtig vom Werkzeug ablösen, auf die geeignete Größe zus schneiden und mit Ethanol sowie Wasser waschen.

Anschließend mit filtriertem Stickstoff trocknen. Der folgende Schritt ist der wichtigste Schritt des Protokolls. Das Stempel auf die NHS-modifizierte Unterlage legen, ohne äußere Belastung, um sie zusammenzuhalten.

Den Stempel nicht schleudern oder zu starken Druck ausüben. Eine Minute warten, dann das Substrat und den Stempel mit Ethanol-Wasser und anschließend erneut mit Ethanol spülen und danach unter gefiltertem Stickstoff trocknen. Die Stempel bei Raumtemperatur lagern, um das erzeugte Muster zu analysieren.

Verwenden Sie die laterale Rasterkraftmikroskopie im Kontaktmodus und die Rasterelektronenmikroskopie. In diesem Schritt mobilisieren wir GFP auf die strukturierte Siliziumoberfläche. Zunächst modifizieren wir den aktivierten Ester mit einem NTA-Derivat und immobilisieren anschließend das HIIN-Tag-Protein über Nickelchelatbildung auf der Oberfläche.

In diesem Schritt ist es wichtig, ein Biomolekül der Untersuchung bei der geeigneten Temperatur zu halten, um unerwünschte Degradation zu vermeiden. Um Proteine an das NHS-Muster auf dem bifunktionellen Substrat zu binden, tauchen Sie es in eine Lösung aus Lysin, nnn Dia athetic acid und Triethylamin. Nach einer Stunde spülen Sie die Substrate mit Wasser, gefolgt von Ethanol, ab.

Incubieren Sie die Substrate nun fünf Minuten lang in einer chelatisierenden Lösung aus Nickelsulfat. Spülen Sie die Substrate anschließend mit Wasser und Bindungspuffer ab und tauchen Sie sie in ein Bad aus eiskalter GFP-Lösung. Eine Stunde später spülen Sie die Substrate erneut mit dem gleichen Bindungspuffer und anschließend mit PBS ab.

Danach die Substrate vor der Analyse in PBS bei null Grad Celsius lagern. Abschließend die Oberflächen mittels Fluoreszenzmikroskopie analysieren, um die GFP-modifizierten Bereiche sichtbar zu machen. Die weiche B-lithografische Nanomusterung wurde verwendet, um chemoselektive Muster auf siliziumfreiem Silizium und auf Germanium zu erzeugen; die Reaktion zwischen dem NHS-funktionellen Substrat im katalytischen Musterstempel führt zu einer Hydrolyse der NHS-Gruppen in Bereichen des konformationellen Kontakts und ergibt ein Muster durch funktionelle Substratbereiche, die NHS-aktivierte und freie Carbonsäuren aufweisen.

Aufgrund der diffusionsfreien Natur der Methode liegt die Auflösung nahe an der der Fotolithographie, wie an 125 Nanometer großen Strukturen zu sehen ist. Diese Strukturen wurden einheitlich über die gesamte Oberfläche des Siliziumsubstrats reproduziert. Die Abmessungen der gedruckten Strukturen entsprachen genau denen des entsprechenden Siliziummasters und des katalytischen Stempels.

Bemerkenswerterweise kann der katalytische Stempel mehrfach wiederverwendet werden, ohne an Effizienz zu verlieren. Die chemoselektive Funktionalisierung von strukturierten Halbleitern wurde erreicht, indem die unterschiedlichen Reaktivitäten von aktivierten und freien Carbonsäuren ausgenutzt wurden. Zunächst wurden dreifach carboxylterminierte heterobifunktionelle Linkermoleküle an den NHS-funktionellisierten Bereichen fixiert und anschließend als Vorlage auf der resultierenden NHS-Strukturoberfläche für die selektive Anheftung des Hexahistidin-Tags G-F-P-N-H-S-Muster verwendet.

Silizium wurde chemisch mit Proteinen funktionalisiert. Mit diesem Ansatz zeigte die Fluoreszenzmikroskopie einen deutlichen Unterschied in der Intensität zwischen GFP-modifizierten Bereichen und hydrolysierten, freien Carbonsäuregruppen. Größe und Form der replizierten Strukturen stimmen sowohl auf NHS-musterierten als auch auf GFP-modifizierten Oberflächen überein, was die bemerkenswerte Stabilität kohlenstoffpassivierter Oberflächen sowie die Selektivität der Stempeltechnik bestätigt.

Das vorgestellte Protokoll ist eine Form des Ink-diffusive micro contact printing, das universell auf jedes Substrat angewendet werden kann, das die Bildung einfacher, geordneter Monolagen ermöglicht. Da der Prozess nicht auf der Übertragung der Tinte von einem Stempel auf die Oberfläche beruht, entfällt die durch Diffusion bedingte Auflösungsbegrenzung des herkömmlichen und reaktiven micro contact printing.

Ermöglicht die routinemäßige Herstellung von nanoskaligen Objekten. Die Einbindung eines primären, hochgeordneten molekularen Systems bietet vollständigen Schutz des zugrundeliegenden Halbleiters vor Oxidationsschäden. Die Bildung von CHE-selektiven Patenten stellt speziell aufgelöste Angriffspunkte für eine Vielzahl biologischer und organischer Moleküle bereit.

Indem wir unterschiedliche Aktivitäten von freien und aktivierten Carc-Fällen nutzten, konnten wir histo-intakte Proteine auf den erzeugten Mustern mobilisieren. Diese Methode beschränkt sich jedoch nicht auf histo-intakte Proteine, sondern kann auch zur Immobilisierung anderer Biomoleküle wie DNA und Antikörper verwendet werden. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man passivierte Silizium- oder Germaniumoberflächen mit einem molekularen System und katalytischem Muster modifiziert.

Die NHS-modifizierten Substrate. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, sich daran zu erinnern, in einer sauberen, staubfreien Umgebung zu arbeiten. Es ist außerdem wichtig, die notwendigen Sicherheitsvorkehrungen zu treffen, wenn mit gefährlichen Materialien wie HF und nanos.Stripp gearbeitet wird.