22. Juni 2012
Verfahren zur Kultur von Endothelzellen eine Monoschicht der gesamten inneren Oberfläche des 3D einer Mikrofluidikvorrichtung mit mikrovaskulären großen Kanälen (<30 um) beschrieben. Dies In-vitro- Mikrovaskulatur Modell ermöglicht die Untersuchung der biophysikalischen Wechselwirkungen zwischen Blutzellen, Endothelzellen, und löslichen Faktoren in hämatologischen Erkrankungen.
Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine mikrofluidische Vorrichtung herzustellen, die mit endothelialen Zellen beschichtet ist. Dies wird erreicht, indem zunächst die mikrofluidische Form hergestellt wird. Der zweite Schritt besteht darin, den PDMS-Kanal zu erzeugen.
Anschließend werden die Endothelzellen in die Vorrichtung eingebracht. Der letzte Schritt besteht darin, die Zellen innerhalb der Vorrichtung zu kultivieren. Letztendlich werden mikrofluidische Vorrichtungen mit Endothelzellenbeschichtung verwendet, um zelluläre Interaktionen in vitro darzustellen.
Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden liegt darin, dass sie dem Forscher präzise Kontrollen über die biologischen und biophysikalischen Bedingungen ermöglicht und mit der Fluoreszenzmikroskopie kompatibel ist. Obwohl diese Methode Einblicke in die biophysikalischen Zell-Zell-Interaktionen bei hämatologischen Erkrankungen liefern kann, ist sie ebenso auf Phänomene wie die Leukozytenbiologie, die Metastasierung von Krebs oder die Biologie hämatopoetischer Stammzellen anwendbar. Im Allgemeinen haben Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten, da die Bedingungen streng kontrolliert werden müssen, um eine erfolgreiche Zellanheftung zu gewährleisten.
Zur Vorbereitung der Herstellung wird eine Fotomaske angefertigt, indem ein computergestütztes Designbild des mikrofluidischen Geräts an einen externen Maskenhersteller gesendet wird. Nach Erhalt besteht die Maske aus einer Chromschicht auf Natronkalkglas. Hier beträgt die Breite des mikrofluidischen Kanals 30 Mikrometer.
Um die Herstellung des mikrofluidischen Geräts zu beginnen, reinigen Sie einen blanken Siliziumwafer 15 Minuten lang mit Piranha, anschließend spülen Sie ihn 10 Sekunden lang mit entionisiertem Wasser ab. Danach tauchen Sie den Siliziumwafer 30 Sekunden lang in Flusssäure ein und spülen ihn etwa 10 Sekunden lang mit entionisiertem Wasser ab. Als Nächstes beschichten Sie den Wafer mit einer Dicke von 30 Mikrometern mittels eines Spin-Coaters mit dem Fotolack Micro Chem SU-8 2025 bei einer Drehzahl von 3000 Umdrehungen pro Minute.
Legen Sie den mit SU 8 20 25 beschichteten Wafer fünf Minuten lang auf eine Heizplatte, die auf 95 Grad Celsius eingestellt ist, um überschüssiges Lösungsmittel zu entfernen. Für diesen Schritt wird die Verwendung eines Ofens nicht empfohlen. Anschließend platzieren Sie die Fotomaske über dem Wafer und belichten ihn mit UV-Licht in einem Maskenbelichter, um den SU 8 20 25-Photoresist zu vernetzen.
Nach der Vernetzung das Wafer erneut für fünf Minuten auf die Heizplatte bei 95 Grad Celsius stellen, um die Polymerisation des SU 8 20 25 Fotolacks weiter zu beschleunigen. Anschließend das Wafer vier Minuten lang in den SU 8-Entwickler eintauchen, der hauptsächlich aus P-G-M-E-A besteht.
Dadurch wird der nicht vernetzte SU 8 20 25-Photoresist entfernt. Spülen Sie den neu strukturierten Wafer 10 Sekunden lang mit 100 % Isopropanol ab und trocknen Sie ihn anschließend mit Druckluftstickstoff oder indem Sie den Lösungsmittelresten ermöglichen, einige Minuten lang in einer sauberen Abzugshaube vom Wafer zu verdampfen. Bringen Sie den getrockneten Wafer nun mittig auf die Petrischale auf, wobei darauf zu achten ist, das Klebeband an den Rändern des Wafers anzubringen.
Pipettieren Sie abschließend 500 Mikroliter Sigma-Beschichtung auf das Wafer. Decken Sie die Petrischale mit dem Deckel ab und schwenken Sie die Schale, um eine vollständige Beschichtung des Wafers sicherzustellen. Entfernen Sie den Deckel und lassen Sie das Wafer mehrere Minuten lang trocknen, bis das gesamte Lösungsmittel verdampft ist.
Nach dem Mischen des PDMS-Polymeren und des Härteragents im Gewichtsverhältnis von 10 zu 1 werden die eingeschlossenen Luftblasen mithilfe eines Vakuum-Exsikkators für mehrere Minuten bis eine Stunde entfernt, abhängig von der Leistungsfähigkeit des verfügbaren Vakuumsystems. Sobald alle Luftblasen entfernt sind, wird die Mischung in die Schale gegossen, sodass sowohl der Wafer als auch die Oberfläche der Schale bedeckt sind. Um eine PDMS-Schicht von etwa fünf Millimetern Dicke zu erzeugen.
Erstellen Sie außerdem ein dünnes, strukturloses Stück PDMS mit einer Dicke von einem Millimeter. Anschließend mischen und härten Sie das Gemisch über Nacht in einem Ofen bei 60 Grad Celsius. Am nächsten Tag schneiden Sie mit einem Messer oder Skalpell um das Wafer herum und entfernen mehrere mikrofluidische PDMS-Geräte.
Schneiden Sie dann das Blatt, um einzelne Geräte zu isolieren. Schneiden Sie das PDMS-Blatt etwas größer als das mikrofluidische Gerät zu. Verwenden Sie nun eine Handbohrmaschine wie Harris Unicorn oder ein ähnliches Gerät, um Einlass- und Auslassöffnungen in dem mikrofluidischen Gerät anzulegen.
Als Nächstes reinigen Sie die Oberflächen des mikrofluidischen Geräts und des Blatts mit Klebeband. Anschließend setzen Sie die Oberflächen des mikrofluidischen Geräts und des PDMS-Blatts mit einem Plasma-Reiniger 30 Sekunden lang Sauerstoffplasma aus. Das Sauerstoffplasma erzeugt reaktive Spezies auf der exponierten Oberfläche des PDMS, die miteinander Bindungen eingehen, sobald sie in physischen Kontakt gebracht werden.
Füllen Sie als Nächstes eine Ein-Milliliter-Spritze, die mit einer stumpfen 20-Gauge-Nadel ausgestattet ist, mit 50 Mikrogramm pro Milliliter Fibronectin aus menschlichem Plasma in PBS, und stecken Sie anschließend ein Stück Schlauch über die Nadel. Führen Sie ein dünneres Schlauchstück in das erste Schlauchstück ein, um eine Reibungsverbindung zwischen den beiden Schlauchstücken herzustellen.
Dann befestigen Sie das andere Ende des dünneren Schlauchstücks am Eingang des mikrofluidischen Geräts. Üben Sie Druck auf die Spritze aus, um die Kanäle vollständig mit Fibronectin-Lösung zu füllen, und bilden Sie einen kleinen Tropfen von 100 Mikrolitern am Auslassport, um sicherzustellen, dass die Kanäle feucht bleiben. Inkubieren Sie das mikrofluidische Gerät anschließend 40 bis 60 Minuten lang in einem befeuchteten Inkubator bei 37 Grad Celsius.
Nach der Inkubation eine frische Spritze, die mit PBS gefüllt ist, an die stumpfe Kanüle anschließen. Unter Druck setzen, um das mikrofluidische Gerät mit PBS zu spülen. Bereiten Sie 500.000 bis 2 Millionen Zellen pro Milliliter humane Umbilikalvenenendothelzellen oder hve in endothelialem Wachstumsmedium mit 8% Dextran vor.
Die Zugabe von Dextran erhöht die Wahrscheinlichkeit, dass die Zellen haften und sich erfolgreich im mikrofluidischen Gerät kultivieren lassen. Füllen Sie eine saubere Spritze mit einer stumpfen Nadel und weiterer Schlauchleitung mit der Zellsuspension und verbinden Sie eine längere Schlauchstrecke von etwa einem Meter Länge. Es ist entscheidend sicherzustellen, dass die Schläuche fest miteinander verbunden sind, um Leckagen an Verbindungsstellen zu vermeiden.
Spülen Sie die Tubing mit der Zellsuspension, wobei sichergestellt werden muss, dass weder in der Spritze noch in den Tubingblasen vorhanden sind, um die Leistung des Systems zu optimieren. An dieser Stelle ist es entscheidend, das Eindringen von Leckagen oder Blasen in das System zu verhindern. Jede Lösungsleckage oder das Vorhandensein von Blasen im Medium verhindert eine erfolgreiche Anlagerung der endothelialen Zellen.
Nachdem alle Luftblasen entfernt wurden und die gesamte Länge der Schlauchleitung mit der Zellsuspension befüllt ist, setzen Sie die Spritze auf die Pumpe und verbinden das andere Ende mit dem Mikrofluidik-Einlass. Die Spritzenpumpe wird auf gleicher Höhe wie die mikrofluidische Vorrichtung positioniert. Die lange Schlauchlänge wird sorgfältig innerhalb des Brutschrankes aufgerollt, um sicherzustellen, dass die Zellen und das Medium ausreichend erwärmt werden, bevor sie mit der Vorrichtung in Kontakt kommen.
Anschließend wird die Zellsuspension zwei Stunden lang bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid in der Mikrofluidikvorrichtung mit einer volumetrischen Durchflussrate von 1,23 Mikrolitern pro Minute infundiert. In unserem System entspricht die volumetrische Durchflussrate von 1,23 Mikrolitern pro Minute einer mittleren Strömungsgeschwindigkeit von einem Millimeter pro Sekunde in den kleinsten Kanälen. Dies entspricht bei Verwendung von Vollblut einer Wand-Schubspannung von einem Dyne pro Quadratzentimeter in diesen Kanälen.
Nach Abschluss der Zell-Suspensions-Infusion frische Wachstumsmedien mittels desselben Spritzenpumps und derselben langen Schlauchleitung, jedoch mit einer größeren Spritze, zwei bis acht Tage lang mit einer Geschwindigkeit von 1,23 Mikrolitern pro Minute infundieren. Wenn die Zell-Monomerschicht den gewünschten Konfluenzgrad erreicht hat, Blut oder Zell-Suspension zur Durchführung von Experimenten in das System injizieren. Hier ist die mikrofluidische Vorrichtung vor der Endothelialisierung dargestellt.
Die mikrofluidische Vorrichtung wurde mit Lebensmittelfarbe befüllt, um Größe, Maßstab und das gesamte Design der Vorrichtung zu veranschaulichen, die die Physiologie des vaskulären Systems nachahmt. Die Hellfeldmikroskopie zeigt die Endothelialisierung einer mikrofluidischen Vorrichtung. Dieses Bild wurde weniger als 48 Stunden nach der Aussaat mithilfe des beschriebenen Protokolls aufgenommen; die optimierte Perfusionsmethode ermöglicht es Endothelzellen, die gesamte innere Oberfläche des mikrofluidischen Systems konfluent zu besiedeln.
Innerhalb von 24 bis 48 Stunden nach der Zellaussaat. Wie dieses konfokale Bild zeigt, entspricht die Größe des mikrovaskulären Tumors auf einem Chip mit Mikrokanälen von etwa 30 Mikrometern der Größe postkapillärer Venolen, dem Ort der meisten mikrovaskulären Verschlüsse bei der Sichelzellerkrankung. In diesem Experiment wird Vollblut von gesunden Patienten unter deoxygenierten Bedingungen in eine mikrovaskuläre Struktur auf einem Chip-Gerät infundiert.
Dieses Video zeigt, dass der Fluss von Vollblut in unserem endothelialen mikrofluidischen System regelmäßig, gleichmäßig und kontinuierlich ist, ohne Bereiche einer Mikrokanal-Verstopfung. Hier wird Vollblut von Patienten mit der Krankheit der Sichelzellenanämie in eine mikrovaskuläre Struktur auf einem Chip-Gerät infundiert. Unter deoxygenierten Bedingungen sind signifikante Veränderungen im Blutfluss zu erkennen, wobei in mehreren Kanälen vollständige Okklusionen auftreten.
Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, darauf zu achten, beim Wechseln der Schläuche keine Luftblasen einzuführen. Das fertige Gerät ist mit der Fluoreszenzmikroskopie kompatibel und kann an traditionelle Fluoreszenz-Assays angepasst werden. Diese Technik eröffnet experimentellen Hämatologen die Möglichkeit, Experimente mit Einzelzellen in einer kontrollierten biophysikalischen und hämodynamischen Umgebung durchzuführen.
Keine Blasen.
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In diesem Artikel wird eine Methode zur Kultivierung einer Endothelzell-Monoschicht in einer mikrofluidischen Vorrichtung mit kanalen im mikrovaskulären Maßstab beschrieben. Dieses In-vitro-Modell erleichtert die Untersuchung der Wechselwirkungen zwischen Blutzellen, Endothelzellen und löslichen Faktoren bei hämatologischen Erkrankungen.
Diese endothelialisierte mikrofluidische Plattform schließt eine entscheidende Lücke in der Forschung zu hämatologischen Erkrankungen, indem sie eine präzise Kontrolle mikrovaskulärer hämodynamischer und biophysikalischer Bedingungen ermöglicht. Sie stellt ein reproduzierbares In-vitro-System bereit, um pathogene Zell-Endothel-Interaktionen unter Flussbedingungen zu untersuchen und unterstützt die mechanistische Risikominderung bei der Zielvalidierung und Assay-Entwicklung. Das Modell erhöht die Vorhersagegenauigkeit für kandidierende hämatologische Therapeutika, indem es eine für vaso-okklusive Krisen relevante, postkapillare Venulen-ähnliche Pathophysiologie nachbildet.
Die Methode fügt sich in die Entdeckungskette von der Hypothesenprüfung des Targets bis zur präklinischen Wirksamkeitsprüfung ein, insbesondere für hämatologische Wirkstoffe, die auf die mikrovaskuläre Adhäsion oder die endotheliale Aktivierung abzielen.