Hochauflösende Messung von Odor-Driven Behavior in Drosophila-Larven

Hallo, mein Name ist Matt Lui. Ich bin Postdoktorand im Labor von Leslie Sal an der Rockefeller University. Heute möchte ich Ihnen von den Experimenten berichten, die wir durchgeführt haben, um die Chemotaxis von Larven zu untersuchen.

Das Problem, das uns interessiert, ist ziemlich einfach. Es ist hier in diesem Versuchsaufbau tatsächlich dargestellt. Ich habe gerade eine Gruppe von Joseph-Larven auf diese Agaroberfläche übertragen.

Diese Umgebung ist ziemlich feindlich, und die Tiere sind fast verhungert. Auf irgendeine Weise müssen diese Tiere ihren Weg zur nächstgelegenen Nahrungsquelle finden, und hier gibt es eine Banane, die Geruchsstoffe abgibt, die die Larven anlocken. Diese Umgebung eignet sich nicht ideal zur Untersuchung des Chemotaxisverhaltens, daher besteht die erste Verbesserung darin, die Banane durch eine chemische Substanz zu ersetzen.

Diese Chemikalie ist Isoamylacetat und gehört zu den Aromastoffen, die in Bananen vorherrschen. Dies ist daher unser künstliches Aroma, mit dem wir eine deutlich bessere Kontrolle über den olfaktorischen Reiz erzielen. Die nächste Verbesserung besteht darin, eine geschlossene Umgebung zu verwenden und auf diese Weise Schwankungen in der Duftverteilung zu verhindern.

Hier ist der Assay, den wir seit langer Zeit im Labor verwenden. Dies ist eine Petrischale mit einer Agar-Oberfläche auf dem Boden. Agar ist ideal für Larven bei Chemo-Angriffen, da es sie feucht hält.

Auf den beiden Seiten der Platte befindet sich ein weiterer Deckel aus Teflon, und was wir nun tun werden, ist, auf der einen Seite Isobutylacetat einzuführen und auf der anderen Seite keine Substanz. Sobald dies erledigt ist, schließen wir die Petrischale, warten eine kurze Zeit, bis sich der Duftstoff ausgebreitet hat, und öffnen die Schale danach wieder. Dann bringen wir ein Tier hier hinein und lassen es für einen bestimmten Zeitraum frei bewegen.

Dieser Test beruht auf der Annahme, dass durch die Zugabe von Theodor auf einer Seite der Petrischale ein Gradient entsteht, der sich relativ schnell einstellt und während des Tests stabil bleibt. Das Hauptproblem besteht jedoch darin, dass bisher niemand nachgewiesen hat, dass der Gradient in der Platte tatsächlich existiert. Es könnte durchaus sein, dass sich Theodor unmittelbar nach der Zugabe gleichmäßig in der Platte verteilt, wodurch der Gradient sehr flach wäre, oder es könnten mehrere Minuten erforderlich sein, bis sich der Gradient ausbildet.

Dies hängt natürlich hauptsächlich vom Dampfdruck des verwendeten Theodors ab. Das zweite Problem betrifft die Frage, was während des Experiments quantifiziert wird. Stellen Sie sich vor, ein Tier startet hier, beim X, und wird nach drei Minuten an dieser Endplatte, dem roten X, vorgefunden. Nun gibt es zwei mögliche Vorgehensweisen.

Eine Möglichkeit besteht darin, lediglich die Endposition des Tieres nach einer bestimmten Zeitspanne, beispielsweise drei oder fünf Minuten, aufzuzeichnen. In diesem Fall würden Sie nur die Start- und Endposition erfassen, und wir sind der Ansicht, dass es wichtig ist, eine gute zeitliche Auflösung des Verhaltens des Tieres zu erhalten. Ein Tier könnte beispielsweise kaum von der Start- zur Endposition gewandert sein, wie hier gezeigt, oder es könnte während eines erheblichen Teils der Versuchsdauer den Bereich um Theodor ausgiebig besucht und sich erst kurz vor Versuchsende zurückbewegt haben.

Die Schlussfolgerung, die wir aus diesen beiden Situationen ziehen würden, ist sehr unterschiedlich. In einem Fall hat das Tier möglicherweise nicht auf den Reiz reagiert, im anderen Fall hat es dies mit Sicherheit getan. Die beiden Verbesserungen, die wir anstreben, sind erstens die Kontrolle über die Form und Stabilität des anderen Gradienten in der Versuchsarena.

Zweitens verfolgen Sie das Verhalten des Tieres in Echtzeit und speichern Sie alle diese Informationen. In der nächsten Sequenz wird Sylvia Ihnen zeigen, wie wir eine Verdünnungsreihe vorbereiten. Mein Name ist S ti.

Ich bin wissenschaftliche/r Mitarbeiter/in im Labor von VA und arbeite mit dem Material lui. Heute zeige ich Ihnen, wie man die Materialien für das Kammer-System vorbereitet, das wir zur Verfolgung von Tieren verwenden. Das Hauptproblem bei unserem Kammer-System besteht darin, dass wir Gerüche verwenden, die in der Luft verteilt sind.

Das bedeutet, dass beispielsweise, wenn die Agarplatten, die wir verwenden, nicht eben sind, Schwankungen und Konzentrationsunterschiede zwischen Experimenten auftreten können, was Rauschen in das System einführt. Ich zeige Ihnen daher einige kleine Tipps, um das Rauschen im System zu minimieren. Die Materialien zur Herstellung Ihrer Geruchsdilution sind ein Glasgefäß, vorzugsweise aus abgedunkeltem Glas, falls Sie lichtreaktive Gerüche verwenden, sowie eine Aliquot des Geruchs, der Sie interessiert.

Glaspipetten zur Herstellung dieser Aliquote sowie eine geeignete mechanische Pipette. Dann Paraffinöl-Pipettenspitzen, Ihre Standard-Pipette und kleine Gefäße für die Verdünnung. Auch diese sollten aus Glas bestehen und vorzugsweise abgedunkelt sein, sowie eine Waage, um genaue Messungen durchzuführen und die Variabilität zwischen Experimenten zu verringern.

Da Gerüche stark flüchtig sind und einige von ihnen toxisch wirken, erfolgen die Arbeiten in einem Abzug. Der erste Schritt bei der Herstellung einer Geruchsdilution besteht darin, den zu verdünnenden Geruchstoff aliquotiert abzumessen. Um genaue Verdünnungen herzustellen und die Variabilität zwischen Experimenten zu minimieren, ist es notwendig, alle Komponenten zu wiegen.

Beginnen Sie zunächst mit der Beschriftung und stellen Sie eine einmolare Konzentration von Ethylbutyrat her. Zuerst bereiten Sie das Paraffinöl vor. Paraffinöl ist sehr viskos, weshalb es wichtig ist, die Pipettenspitze so wenig wie möglich in das Paraffinöl einzutauchen – gerade genug, um das Paraffinöl ansaugen zu können, ohne Blasen zu erzeugen.

Dann ist es ratsam, das überschüssige Paraffinöl an der Flaschenwandung abzuwischen. Nochmals: Da Paraffinöl zähflüssig ist, ist es sehr wichtig, es langsam in das Gefäß laufen zu lassen. Sobald Sie das Paraffinöl in Ihre Flasche pipettiert haben, entsorgen Sie die Spitze nicht sofort, da sich weiteres Öl am unteren Ende der Spitze sammeln wird.

Es ist ratsam, vor dem Verdünnen ein Berechnungsblatt anzulegen, auf dem Sie bereits das Volumen des Paraffinöls, das Sie hinzufügen werden, sowie das Gewicht ermittelt haben, und dasselbe auch für Ihren Duftstoff mit dessen Gewicht durchführen. Auf diese Weise können Sie an der Waage überprüfen, ob Sie das gesamte benötigte Paraffinöl sowie den gesamten Duftstoff haben. Gegebenenfalls füllen Sie weiteres Paraffinöl nach und messen erneut, bis Sie das richtige Gewicht erreicht haben.

Sobald Sie das korrekte Gewicht des Paraffinöls haben, müssen Sie lediglich unter Anwendung der gleichen Prinzipien einen Duftstoff hinzufügen. Gut. Hier zeige ich, wie man Larven zur Verfolgung vorbereitet.

Wir verwenden normalerweise Larven, die sechs Tage alt sind. Wir tun dies, weil sie groß genug sind, um leicht von unserer Software erfasst zu werden, und weil sie außerdem noch sehr aktiv sind. Um festzustellen, ob Ihre Larven für die Verfolgung zu alt sind, müssen Sie lediglich überprüfen, ob Larven die Wände hinaufklettern. Wenn Larven die Wand hinaufklettern, sind sie zu alt und werden nicht besonders aktiv sein.

Der erste Schritt bei der Vorbereitung Ihrer Larven besteht darin, sie in 15%iger Saccharoselösung zu tauchen. Der Grund, warum wir 15%ige Saccharose verwenden, ist, dass die Larven in dieser Lösung schwimmen werden, während das Futter entweder teilweise darin auflöst oder nach unten absinkt. Sie geben so viel Saccharose hinein, dass der Abstand zur Oberkante Ihres Fläschchens oder Reagenzglases etwa – ich weiß – etwas weniger als ein Zoll beträgt.

Dann nehmen Sie einen Spatel. Sie können bereits sehen, wie die Larven an die Oberfläche steigen, und vorsichtig in das Nährmedium eindringen, um Tiere, die sich in das Medium eingegraben haben, zu lösen. Rühren Sie es leicht um, um sie vom Nährmedium zu trennen, und stellen Sie es dann einige Minuten lang beiseite. Sobald sich das Nährmedium und die Larven ausreichend voneinander getrennt haben, nehmen Sie eine vorbeschriftete Petrischale und gießen Sie sie in den Becher-Teil.

Behalten Sie den Deckel der Petrischale, da Sie diesen mit Wasser füllen und als Auffangbehälter für bereits verfolgte Larven verwenden werden, um zu unterscheiden, welche Larven Sie bereits erfasst haben und welche noch nicht. Nachdem Sie die Larven in die Petrischale gegeben haben, müssen Sie 30 Minuten warten, bis sie sich an den Saccharosegehalt gewöhnt haben und einen Zustand der Hungerphase erreicht haben. Das bedeutet, dass sie sich während der 30-minütigen Anpassungsphase im Trackingsystem besser verhalten werden.

Der Saccharose ist ein guter Zeitpunkt, um die Platten für die Nachverfolgung vorzubereiten. Dies sind die Deckel von 96-Well-Platten. Man kann sie separat kaufen, und dies ist eine 3%ige Agarose-Lösung, die bereits erhitzt wurde.

Wir verwenden 3 %, weil es verhindert, dass die Larven graben, aber dennoch dicht genug ist, damit sie darauf laufen können und jede Platte oben feucht bleibt. Sie sollten 25 ml Agar pipettieren. Es ist wichtig, große Blasen im Gel zu vermeiden.

Es ist außerdem wichtig, die Platten auf einer ebenen Fläche abzustellen, da sonst die Gele schräg aushärten können, was das Verhalten der Larven beeinflussen könnte. Nachdem das Agarosegel erstarrt ist, stapeln wir die Deckel und wickeln sie in Frischhaltefolie ein, um Austrocknung zu verhindern. Auf diese Weise bleiben sie mehrere Tage lang in gutem Zustand für die Verfolgung.

In dieser Abfolge werde ich Ihnen unseren Verhaltensassay vorstellen, der sich geringfügig vom Petrischalen-Assay unterscheidet, über den ich zuvor gesprochen habe. Sie benötigen Deckel von 96-Loch-Platten sowie solche, die die Agar-Schicht enthalten. Die Assays bestehen aus drei aufeinander gestapelten Deckeln.

Die erste Schicht enthält nichts und ist lediglich dazu gedacht, das System von der Oberfläche, auf der es liegt, zu isolieren. Die zweite Schicht enthält die Diego-Agros-Oberfläche. Hier werden die Tiere auf der Oberfläche platziert, und wie ich Ihnen als Nächstes zeigen werde, fügen wir Theodor in die Platte ein.

Es ist wichtig, jedes Mal einen frischen und neuen Deckel zu verwenden, wenn Sie denodoren beladen. Dies dient dazu, eine Kontamination von einem Experiment auf ein anderes zu verhindern. Sie benötigen außerdem eine weitere Verdünnung.

Normalerweise verwenden wir keinen Farbstoff zum Beladen von Theodor, aber hier werde ich ihn der Veranschaulichung halber nutzen. Dies ist eine hohe Konzentration von Theodor. Während diese hier sehr verdünnt ist, wird mein Ziel darin bestehen, einen Gradienten entlang einer Linie zu erzeugen.

Sagen Sie diese Zeile, und wir möchten, dass die Konzentration von links nach rechts zunimmt. Um dies zu erreichen, verwende ich mehrere Tropfen in einer bestimmten Reihenfolge, die im Kondensationsring mit zunehmender Konzentration platziert sind. Ich beginne mit der höchsten Konzentration, die am äußersten Ende platziert wird.

Es ist wichtig, es im Ring zu verteilen. Nun fahre ich mit der nächsten Konzentration fort, die im Vergleich zur ersten verdünnt ist, und gebe sie in diesen Ring. Also, nein, ich habe sechs Tropfen.

Die erste enthält eine Konzentration von beispielsweise eins. Die zweite eine Konzentration von 0,5, halb so hoch wie die der ersten. Die dritte eine Konzentration von 0,25 und so weiter.

Wir haben also eine geometrische Reihe entlang der Linie. Der nächste Schritt besteht darin, diesen Deckel auf der AAL-Oberfläche umzukehren, sodass nun durch die Oberflächenspannung alle Tröpfchen an der Unterseite des Deckels hängen bleiben. Wir entwickeln eine Technik, die auf Infrarotspektroskopie basiert, um die Konzentration in der Platte zu messen.

Mithilfe dieser Technik konnten wir zeigen, dass, wenn eine geometrische Reihe entlang der Deodorantlinie vorliegt, eine Konzentration von Theodor entlang der Länge resultiert, die exponentiell ansteigt, wie hier dargestellt, sowie entlang der Breite der Platte. Wir erhalten ein Profil, das direkt unterhalb der Geruchsstofflinie ein Maximum aufweist. So sieht die tatsächliche Geometrie des Gradienten aus.

Wenn man die Konzentration von Theodor in der Luft betrachtet, ist die gute Nachricht, dass wir zeigen konnten, dass der Gradient aufgrund seiner Geometrie mindestens 15 Minuten stabil bleibt. Nach dem Aufsetzen des oberen Deckels warten wir 30 Sekunden, um den Aufbau des Gradienten zu ermöglichen. Anschließend bringen wir das Tier in die Versuchsanlage.

Das Tier wird unterhalb der anderen Endlinie zwischen Position drei und vier eingeführt. Wir verwenden eine kleine Nadel, um die Larven aus der Saccharoselösung auf die Agar-Oberfläche zu übertragen. Der Transfer erfolgt, indem man die Larve am Kopf der Nadel entlangführt. Wir öffnen schnell den Deckel und setzen die Larve auf die Oberfläche des Agars ab.

Dann schließen wir den Deckel. Es ist wichtig, die Zeit, in der der Deckel geöffnet bleibt, zu minimieren. Anschließend nehmen Sie die Bewegung des Tieres drei oder fünf Minuten lang auf.

Die eigentliche Aufnahme wird durchgeführt. Bei diesem Tracking-Setup verfügen wir über eine Kamera, die mit einem Computer verbunden ist. Die Bildverfolgungssoftware, die wir verwenden, ist Aton Vision von Nordis, um Informationen über die Bewegung des Tieres zu sammeln und als digitale Datei zu speichern.

Jetzt sind wir bereit, das Verhaltensexperiment zu beginnen. Wir haben den Deckel mit der Aro-Schicht. Wir haben die Verdünnungen.

Diego ist an dem ersten Deckel hängen geblieben. Vor dem Beladen von theodor ist es wichtig, jedes Gefäß kurz vortexen. Wir verwenden unsere Verdünnungsreihe mit der kleinsten Konzentration links und der höchsten hier rechts.

Alle sechs Tropfen werden gleichzeitig auf die Platte aufgetragen. Um Geruchsverlust zu vermeiden, verwenden wir hier einen Mehrkanalpipettierer mit sechs Spitzen; jeweils 10 Mikroliter des Geruchs werden aus jeder Verdünnungsprobe entnommen, und der Geruch wird gleichzeitig aufgetragen. Unmittelbar nach dem Auftragen wird der Deckel auf die Oberfläche des Agarosegels umgestülpt.

Der Gradient wurde in den letzten 30 Sekunden auf der Platte erzeugt, wie ich Ihnen zuvor gezeigt habe. Nun werde ich ein Tier auf der Diego-Oberfläche platzieren. Sobald das Tier platziert wurde, beginne ich mit der Aufzeichnung.

Das Tier ist hier, und seine Bewegung wird nun verfolgt. Wie Sie sehen können, folgt das Tier der Duftspur und bewegt sich in Richtung des Punktes mit der höchsten Konzentration des Gradienten. Beachten Sie, dass die Konzentration von links nach rechts exponentiell ansteigt.

Wie Sie sehen können, wird die Bewegungsrichtung ständig korrigiert. Bezüglich des Stimulus hat das Tier nun den Punkt mit der höchsten Konzentration des Gradienten erreicht, und wir nehmen es von der Platte. Das Tier wird auf einer anderen Platte entsorgt, um sicherzustellen, dass wir nicht direkt denselben Individuum zweimal verfolgen.

Nachdem wir eine neue Larve eingeführt und eine neue Aufnahme gestartet haben, befolgen wir für die Nachverfolgung die folgenden Regeln. Wir stoppen die Nachverfolgung, sobald das Tier die Reihe mit der höchsten Konzentration auf der Platte erreicht hat, was dieser hier entspricht. Außerdem wird die Nachverfolgung unterbrochen, wenn ein Tier die Wand berührt, da wir Störungen vermeiden möchten.

Die erste Frage, die wir untersucht haben, war recht einfach. Wir wollten wissen, ob ein Tier ein bestimmtes Odorat in einer bestimmten Konzentration riechen kann. Um einen solchen Test durchzuführen, verwenden wir in der Regel eine einzelne Duftquelle anstelle mehrerer.

Dadurch haben Sie einen Freiheitsgrad bei der Änderung der Konzentration in der Theodor-Tropfen. Hier haben Sie beispielsweise einen Tropfen mit hoher Konzentration und hier einen Tropfen mit niedriger Konzentration. Üblicherweise bringen wir das Tier auf der Diego-Oberfläche direkt unter dem Theodor-Tropfen an und beobachten, ob das Tier dessen Anwesenheit wahrnehmen und in dessen Nähe verweilen kann.

Nun möchte ich eine anspruchsvollere Anwendung unseres Assays vorstellen. Stellen Sie sich vor, Sie haben einen Tröpfchen mit Ordnung, und Sie zeichnen mehrere Trajektorien auf, die hier überlagert dargestellt sind, und Sie haben davon drei. Sie haben ein Individuum, das diese grüne Spur erzeugt.

Sie haben diese orangefarbene Spur, die weniger zentral ist, und dann die rosa Bahnkurve, die ein Tier darstellt, das anscheinend um die Quelle kreist. Wir sind der Ansicht, dass viele Informationen über die Details der Bahnkurven gewonnen werden können. Aus diesem Grund importieren wir die Bahnkurve als Serie von Positionen in Matlab und führen die Analyse nach der Analyse mit Matlab durch.

Hier ist der Abstand zur Quelle wahrscheinlich als Funktion der Zeit dargestellt. Für die drei zuvor gezeigten Trajektorien haben Sie die grüne Trajektorie, die sehr nahe an der Quelle bleibt. Sie haben die orangefarbene Trajektorie, die deutlich mehr Rauschen aufweist.

Und dann haben Sie diese violette Trajektorie, die interessanterweise zeigte, dass das Tier die Quelle verließ, um sich in einem gewissen Abstand aufzuhalten, was wahrscheinlich einer optimalen Konzentration entsprach. Hier sehen Sie die Darstellung von 10 Trajektorien von Tieren, die nicht riechen können. Dies sind Mutanten oder drei-B-Mutanten, die nicht-ellers sind.

Und wie Sie sehen können, zeigen alle diese Trajektorien, dass die Tiere die Geruchsquelle nicht wahrnahmen und diese einfach verließen. Im klaren Gegensatz dazu haben wir hier 10 aufeinanderfolgende Trajektorien von weißen Tap-Tieren aufgezeichnet. Diese Tiere können natürlich riechen, und wie Sie sehen können, sammeln sie sich alle direkt unterhalb der Deodorantquelle an.

Die 20 hier vorgestellten Trajektorien wurden tatsächlich erfasst, ohne die Identität der Tiere zu kennen. Dies zeigt die Effizienz und Zuverlässigkeit unseres Assays. Um zu bestimmen, ob bestimmte Mutanten in der Lage sind, hier mittels eines exponentiellen Gradienten zu riechen, erzeugen wir mehrere Spuren und möchten einen Eindruck davon erhalten, wie gut die Tiere in der Lage sind, dem Stimulus am anderen Ende zu folgen.

Ich werde Ihnen nun 15 separat aufgezeichnete Trajektorien zeigen, und wie Sie sehen können, bewegen sich die Tiere sehr präzise entlang der Stimuluslinie unterhalb der gegenüberliegenden Linie. Als nächstes möchten wir einen einfachen Kontrollversuch durchführen. Es könnte gut sein, dass die Tiere im exponentiellen Gradienten der Linie folgten, weil ein Reiz vorhanden war, unabhängig von dessen Konzentration – die Tiere bewegten sich einfach geradeaus.

Um also zu zeigen, dass sie tatsächlich die Konzentration oder eine damit verwandte Größe berechnen und diese nutzen, um ihre Bewegung zu steuern, verwenden wir nun diese Geometrie, die einer Dachform ähnelt. Die Larve wird hier wie üblich eingeführt, und wir erwarten, dass sie entlang der Linie wandert, erkennt, dass die Konzentration nach diesem Punkt abnimmt, und daraufhin dorthin zurückkehrt. Wir haben den Test daher mit fünf Tieren durchgeführt.

Wir haben die Trajektorien gesammelt und stellen sie nun in dieser Abbildung übereinander dargestellt dar. Wie Sie sehen können, starteten die Tiere hier, bewegten sich entlang der Linie und erkundeten anschließend den Bereich mit der höchsten Konzentration, in dem sie sich hauptsächlich aufhielten. Dies deutet stark darauf hin, dass sie in der Lage sind, die Konzentration in Echtzeit mithilfe des Einzelquellen-Assays zu berechnen.

Wir konnten hauptsächlich eine zentrale Frage stellen: Kann ein Tier mithilfe eines Mehrquellen-Geräts einen Geruch bei einer bestimmten Konzentration wahrnehmen? Wir verfügen über eine größere Flexibilität bei der Veränderung der Gradientenform und der Bestimmung, ob ein Tier in der Lage ist, diese Informationen zu nutzen.

Ich möchte diese Idee anhand eines einfachen Experiments veranschaulichen. Bei den bisher eingerichteten Gradienten hatten wir einen exponentiellen Verlauf entlang der Linse. Nun stellt sich die Frage, ob die Al, wenn wir sie stärker herausfordern, indem die Konzentration linear entlang der Linse ansteigt, immer noch in der Lage sind, ihren Weg unter das andere Endlinie zu finden?

Dieses Diagramm zeigt die beiden Arten von Gradienten. Wir haben den exponentiellen Gradienten in Lila und den linearen Gradienten in Grün getestet. Dies ist der lineare Gradient, und ich werde die verschiedenen Konzentrationen von Isamessigsäure durch Verdünnen mit Parenöl notieren.

Dies ist eine arithmetische Reihe. Wir haben einen linearen Gradienten, der sich etabliert, und wie Sie sehen können, ist die Steigung im Vergleich zum exponentiellen Gradienten hier ziemlich gering, wobei die Konzentration an den Extremitäten ebenfalls 0,5 beträgt, aber auf 0,03 ansteigt. Die Frage ist, ob Navi in der Lage sind, chemotaktische Angriffe durchzuführen, wenn sie mit einem so flachen Gradienten konfrontiert werden?

Hier ist die tatsächliche Konzentration von Acetat, die in den sechs Tröpfchen für den exponentiellen Gradienten und für den linearen Gradienten verwendet wurde. Wie Sie sehen können, ist, obwohl die höchste Konzentration in beiden Fällen für den linearen Gradienten gleich ist, die niedrigste Konzentration hier relativ hoch. Wir führen das Experiment mit dem linearen Gradienten durch, und hier sind 15 Trajektorien von Wildtyp-Tieren dargestellt, und wir sind der Ansicht, dass deutlich ist, dass diese Tiere in der Lage waren, den linearen Gradienten zu detektieren und diesem Signal entlang der Deodorant-Linie zu folgen.

Unser Punkt ist also klar. Bevor ich hier abschließe, möchte ich kurz die zukünftigen Entwicklungen für diesen Trackingsatz ansprechen. Obwohl dieser Trackingsatz es Ihnen ermöglicht, viele interessante Dinge zu tun, beispielsweise komplexes Verhalten von Larven über einen größeren, längeren Zeitraum zu beobachten, weist er einige Einschränkungen auf.

Beispielsweise sind Sie durch die Größe Ihrer Platte begrenzt, was einschränkt, wie lange Sie verfolgen können und welche komplexen Verhaltensweisen Sie untersuchen können. Daher wäre es vorteilhaft, ein System zu entwickeln, bei dem entweder die Platte größer ist oder Sie überhaupt nicht durch die Begrenzungen einer Platte eingeschränkt werden. Ein weiteres Problem besteht darin, dass mit der derzeit verfügbaren Software die gleichzeitige Verfolgung mehrerer Tiere schwierig ist, sodass es nicht möglich ist, Populationsverhalten in Echtzeit zu beobachten.

Ein weiterer interessanter Aspekt des Verhaltens, den wir mit diesem Aufbau nicht testen können, sind die tatsächlichen dreidimensionalen Bewegungen der Larven im Raum. Wenn Sie die Tiere verfolgen, werden Sie feststellen, dass sie beispielsweise beim Erreichen eines Dufttröpfchens ihren Kopf anheben oder ihn hin und her bewegen, um Konzentrationsänderungen zu detektieren. Möglicherweise ist dies mit unserem derzeitigen Aufbau nicht möglich, weshalb es sinnvoll wäre, eine Methode zu entwickeln, die dies ermöglicht.