L'utilisation de la cystomanométrie chez les petits rongeurs: une étude de la vessie Chemosensation

L'objectif de cette procédure est de déterminer l'influence de composés chimiques sur les fonctions de stockage et de vidange de la vessie. Cela est réalisé en implantant d'abord un cathéter dans la vessie. Après une courte période de récupération, une solution témoin est perfusée par le biais du cathéter pendant 30 minutes.

Alors que la pression intravésicale et le volume excrété sont enregistrés pendant encore 30 minutes, l'animal reçoit une perfusion d'un composé d'intérêt. En fin de compte, les résultats peuvent montrer comment des substances irritantes modifient également le schéma mictionnel par l'analyse de la fréquence mictionnelle. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l'enregistrement de la contractilité de la vessie isolée, est que la fonction de cet organe peut être étudiée dans des conditions plus proches de la physiologie.

Par exemple, les actions régulatrices du système nerveux central sont préservées. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car les étapes chirurgicales sont difficiles à apprendre en raison du grand nombre de détails techniques et de manœuvres qui doivent être observés pour assurer la réussite de l'expérience. Pour préparer le tube que vous souhaitez implanter dans la vessie, coupez un tube PE 50 à la longueur souhaitée et placez un petit morceau blanc de cathéter de calibre 18 sur le cathéter principal.

Ensuite, créez un petit manchon à l'extrémité en chauffant une extrémité du tube à la flamme et rincez-le avec du sérum physiologique pour évacuer tout air. Induisez ensuite l'anesthésie chez un rat femelle âgé de 10 à 12 semaines à l'aide d'isoflurane. Après l'induction de l'anesthésie, réglez le niveau de maintien d'isoflurane.

Positionnez l'animal sur le dos et placez un petit masque d'anesthésie fabriqué à partir d'une seringue de 10 cc. Après avoir rasé l'abdomen et désinfecté le derme, procédez à la chirurgie. La chirurgie suivante est réalisée chez les rats et les souris de la même manière.

Commencez par réaliser une laparotomie médiane inférieure afin d'exposer la vessie. Ensuite commence la partie la plus critique de l'intervention chirurgicale. Sous un microscope chirurgical, placez un point en surjet continu dans le dôme vésical en utilisant un fil monofilament non résorbable de calibre six zéro.

Ensuite, à l’aide d’une aiguille, pratiquer une petite cystostomie à l’intérieur du point de surjet. Introduire le cathéter coudé en PE 50 par ce trou. Les tubes de cathéter plus fins, comme le PE 10, peuvent présenter une résistance plus élevée et plus variable, et ne sont donc pas recommandés.

Fixer le point de suture autour du tube à l’aide d’un nœud chirurgical. Ensuite, retirer doucement le cathéter vers l’extérieur jusqu’à ce que l’extrémité munie du manchon se trouve juste sous le point de suture. Le fragment de cathéter de calibre 18 est poussé vers le point de suture afin d’éviter toute fuite.

Vérifiez les fuites entre le cathéter et la vessie. En perfusant doucement du sérum physiologique. Resserrez les fuites éventuelles à l’aide de points de suture supplémentaires.

Maintenant, fermer les muscles abdominaux à l’aide de sutures en monofilament, en laissant un passage pour le cathéter dans la partie supérieure de l’incision. Passer le cathéter dans la région interscapulaire à l’aide d’une tige métallique creuse, empêchant ainsi les animaux de mordre le tube. Après la chirurgie, la tige métallique doit être placée sous la peau et au-dessus des muscles abdominaux et dorsaux.

Introduire la tige sous-cutanément jusqu’à la région inter-scapulaire. Terminer la chirurgie en refermant les muscles abdominaux et la peau à l’aide de sutures monofilaments non résorbables. Il est désormais très important de vérifier la perméabilité et la stabilité du cathéter implanté en le rinçant avec du sérum physiologique.

La solution d'infusion doit sortir de la vessie et traverser l'urètre. Après l'administration d'un analgésique par voie sous-cutanée, fermer l'extrémité externe du cathéter avec un film en plastique et fixer le cathéter à la peau du bas du dos du rat. Enfin, laisser l'animal se remettre pendant 30 minutes.

Avant de commencer la cytométrie, assurez-vous que les instruments ont été correctement étalonnés. Placez le rat dans une cage métabolique au-dessus d'un récipient contenant de l'huile, posé sur une balance numérique. L'étape suivante consiste à relier le cathéter implanté à un robinet à trois voies à l'aide d'un raccord fileté.

Le robinet doit être relié au transducteur de pression et à une pompe d'infusion. Le transducteur de pression est en outre connecté, par l'intermédiaire d'un amplificateur, au système d'acquisition de données, ainsi qu'à un ordinateur qui utilise un logiciel libre pour commencer les mesures de contrôle en activant la pompe d'infusion afin d'instiller du sérum physiologique dans la vessie. Pendant une période de 30 minutes, la cage métabolique est suspendue au-dessus d'une balance numérique, utilisée pour estimer le volume urinaire évacué par le rat.

La pression intravésicale est enregistrée pendant que la vessie se remplit et se vide. À l'étape suivante, des médicaments peuvent être administrés par voie systémique ou intravésicale pendant une autre période de 30 minutes de collecte de données. Lorsque l'expérience est terminée, l'animal doit être sacrifié.

Un tracé typique de pression chez le rat montre qu'au cours de l'infusion de liquide, une augmentation lente de la pression se produit dans la vessie jusqu'à ce qu'un certain seuil soit atteint. Ensuite, la vessie se contracte et le sphincter urinaire s'ouvre, permettant le passage de la solution instillée à travers l'urètre. Ainsi, la vessie se vide.

La contraction cessera et la pression retombera à nouveau au niveau basal. Les données recueillies chez une souris présentent toutes les mêmes caractéristiques. La cytométrie a été utilisée pour identifier les cibles moléculaires de l'huile de moutarde ou mo MO, un composé hautement réactif qui est depuis longtemps utilisé dans les modèles expérimentaux d'inflammation et d'hyperalgésie d'organes viscéraux tels que la vessie urinaire.

Comme prévu, une perfusion intravésicale de 10 millimolaire de MO a induit une forte diminution de l'intervalle contractile chez les souris de type sauvage. Curieusement, les souris déficientes en récepteur MO, TRPA1, ont présenté un résultat similaire à celui des souris de type sauvage dans les mêmes conditions. En revanche, le MO a induit un changement beaucoup plus faible des paramètres systémiques chez une souris knock-out de TRPV1 par rapport à la souris de type sauvage ; les doubles knock-outs de TRPA1 et de TRPV1 étaient presque insensibles à la dose de MO.

Les données suggèrent que TRP V1 pourrait jouer un rôle clé dans l'irritation viscérale induite par le MO. La fréquence moyenne instantanée de miction avant et pendant l'infusion intravésicale de MO étaye ces données. La fréquence moyenne est rapportée à une infusion de sérum salin.

Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de s'assurer que le cathéter reste fermement attaché à la vessie afin qu'il n'y ait aucune fuite de la solution d'infusion dans l'abdomen. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de mesurer la pression intravésicale, ce qui implique l'implantation d'un cathéter dans la vessie et le positionnement d'animaux éveillés ou anesthésiés sur une plateforme de cytométrie sous perfusion vésicale contrôlée.