מאמר שיטה

יצירת מודל אמין של אנוריזמה באאורטה בטנית בעכבר באמצעות רגישות לאלסטין ואלסטאז פריוסקולרי

DOI:

10.3791/72015

⸱

26 ביוני 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, Department of Surgery, Indiana University School of Medicine

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זה מספק שיטה ניתנת לחזרה ואמינה להשראת מפרצות אאורטה בטנית (AAAs) בעכברים C57BL/6 באמצעות רגישות לאלסטין ויישום אלסטאז פריוסקולרי, כמודל AAA הכולל רכיב רגישות חיסונית.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

התדרדרות מטריצת הלמלה האלסטית בדופן האאורטה של הבטן היא תכונה היסטופתולוגית של מפרצות אאורטות בטן (AAA). עדויות הולכות וגדלות מצביעות על פירוק אלסטין ותגובות חיסוניות קשורות למארח בפתוגנזה של AAA. מידול יעיל של תהליכים אלו חשוב לשיפור ההבנה והטיפול במחלה נפוצה זו. בעוד שמודלים קודמים של AAA השתמשו בטכניקות שיבוש אלסטין להשראת מפרצת, השימוש היחיד באלאסטאז ברבים מהמודלים הללו אינו מתחשב בתגובה החיסונית המתמשכת נגד אלסטין ותוצרי הפירוק שלו (EDP). כדי לדגם את התגובה החיסונית המתמשכת הזו, פיתחנו מודל שמרגיש עכברים מסוג C57BL/6 ל-EDP על ידי הזרקה תת-עורית של EDP 7 ימים לפני ניתוח השראת מפרצת. ניתוח השראת אנוריזמה מתבצע עם חשיפת האאורטה הבטנית ויישום אלסטאז מקומי במחלקה הפריאאורטית, במטרה לחשוף אלסטין ו-EDP באאורטה של העכבר. עם חשיפת החלקים הללו, החיה אמורה להפעיל תגובה חיסונית נגד האנטיגנים שאליהם הייתה רגישה קודם. הזרקת EDP החוזרת 7 ימים לאחר מכן מקדמת את התגובה החיסונית הזו. כאן אנו מתארים את הפרוטוקול ליצירת AAA אמינה בעכברי C57BL/6 באמצעות רגישות מרובה עם EDP, ולאחר מכן ניתוח השראה AAA עם יישום אלסטאז פריוסקולרי. מודל זה יכול להיווצר במהירות ובעלות מתונה, תוך גרימת הרחבת האאורטה של >30% ב-82% מהעכברים באמצעות מיקרומטריית וידאו ו-73% במדידת אולטרסאונד, ו->50% הרחבה ב-64% באמצעות מיקרומטריית וידאו ו-27% באולטרסאונד, כפי שנמדד ביום ה-21 לאחר הניתוח. טכניקה זו גם קשורה לשיעור הישרדות תוך ניתוח של 95%.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מפרצת אאורטה בטנית (AAA) משפיעה על >35 מיליון אנשים ברחבי העולם, ו-4–8% מהגברים בגילאי 65-80 1,2. קרע, הסיבוך ההרסני ביותר של AAA, מתרחש בדרך כלל כאשר המתח המכני בדופן של האנוריזמה עולה על חוזק רקמת האאורטה, מה שמוביל לדימום מסיבי ולשיעור תמותה כולל של 80−90%3,4. הניהול הנוכחי מכוון למניעה, עם בדיקות אולטרסאונד לאנשים בסיכון גבוה ותיקון ניתוחי כאשר הסיכון לקרע עולה על הסיכון לתיקון, בדרך כלל בקוטר 5.5 ס"מ. עם זאת, רוב ה-AAAs הם ללא תסמינים, ורבים מאובחנים במקרה6. לכן, יש להשקיע מאמצים לזהות מטופלים בסיכון גבוה ולפתח טיפולים לא ניתוחיים להפחתת צמיחת AAA ובכך להפחתת הסיכון לקרע.

כדי לפתח טיפולים רפואיים ל-AAA, יש להבין טוב יותר את הפתוגנזה. כיום נעשה שימוש במספר מודלים ניסיוניים, כולל מודלים של בעלי חיים קטנים המשתמשים באינפוזיית אנגיוטנסיןII 7, קסנוגרפטינג8, יישום סידןכלוריד 9, והזלפה10 ו/או יישום מקומי של אלסטאז11. כל אחד מהמודלים הללו משתמש בהבנה שונה של הבסיס הפתולוגי של AAA, ורובם שונו, שופרו או שולבו עם שיטות אחרות מאז הקמתם.

חשוב לציין כי היסטולוגיה של AAA מדגימה אובדן של מטריצת האלסטין הלמלרית הנורמלית, שנמצאת גם ברקמת הריאות במחלת ריאות חסימתית כרונית12,13. פירוק אלסטין באמצעות פעילות מטריצת מטאלופרוטראינאז מספק קשר חשוב בין פתוגנזה של AAA לעישון, גורם הסיכון החשוב ביותר לשינוי ביצירת AAA12,14. ראוי לציין כי נצפו ירידה באלסטין באאורטה, הפרעות בסיבי אלסטין ועלייה בפפטידי אלסטין במחזור הדם ב-AAA אנושי, והם קשורים להגברת התפשטות דפנות AAA15,16. לכן, גירוי פירוק האלסטין הוא קריטי ליצירת מודל AAA שניתן לתרגום. מודלים קיימים של AAA המבוססים על פירוק אלסטין, למרות שהם יעילים, עלולים להסתבך בשל שיעורי תמותה גבוהים של בעלי חיים, במיוחד במודלים המשתמשים בקנולציה אאורטית17, ובשל יצירת מפרצת לא עקבית, במיוחד במודלים המבוססים אך ורק על יישום אלסטאז מקומי18. יתרה מזאת, כל המודלים המבוססים על ניתוחי אינדוקציה כפופים לעקומות למידה של המפעילים ולשינויים טכניים.

כדי להתמודד עם בעיות אלו, אנו מנצלים את התגובה החיסונית של המארח כדי להרגיש בעלי חיים לאלסטין על ידי הזרקת מוצרי פירוק אלסטין (EDP). שבוע לאחר מכן, מתבצע ניתוח השראה לאנוריזמה באופן מדורג סטנדרטי, תוך שימוש ביישום פריאאורטי של אלסטאז ליצירת חתיכות EDP עבור המאכסן הרגיש לגיבוש תגובה חיסונית. רגישות ל-EDP "בוסטר" שבוע לאחר ניתוח ההשראה, מבטיחה שהתגובה החיסונית של המאכסן תימשך. רגישות חיסונית חוזרת מאפשרת הרחבת אאורטה אמינה. אנו משתמשים במודל AAA של עכברים בשל עלות נמוכה יותר, קלות תחזוקה, התפתחות מחלה מהירה ועקביות טכנית.

מודל זה אינו גורם באופן אמין לקרע באאורטה ולכן אינו מיועד לחקר גורמים הקשורים לקרע AAA. עם זאת, מודל זה יוצר באופן אמין התרחבות אאורטה פרוגרסיבית עד 21 ימים לאחר ניתוח ההשראה. לכן, המודל מתאים ביותר לחקר שיטות טיפוליות שעשויות להפחית או להפוך את הרחבת האאורטה בזמן היווצרות האנוריזמה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. הדמיית אולטרסאונד

  1. הכינו את העכבר
    1. הכניסו את העכבר לתא ההרדמה.
    2. יש להזריק איזופלורן שנשאף ב-1.8−2% וחמצן עד שהעכבר יורדם. ודאו שמיכלי גז הרדמה מחוברים למכשיר ההרדמה כדי להפחית את חשיפת המפעיל לחומרי הרדמה נדיפים בעת שימוש באיזופלורן.
    3. הניחו את העכבר על השכיבה על במה שחוממה ל-37 מעלות צלזיוס כאשר אף העכבר ממוקם בתוך חרוט האף של ההרדמה.
    4. הדביקו את הגפיים האחוריות לבמה עם סרט תיוג.
    5. מרחו חומר הסרת שיער באמצעות אפליקטור עם קצה כותנה על הבטן והמתינו 30 שניות.
    6. הסר את שיער הבטן באמצעות כרית גזה כותנה בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ.
    7. הניחו ג'ל העברת אולטרסאונד מחומם על בטנו של העכבר.
  2. הניחו גלאי אולטרסאונד במהירות 38 מגה-הרץ על הבטן וזהו את חגורת האגן.
  3. זהה את האאורטה כמבנה צינור בקו אמצעי שאינו דחוס עם לחץ מתון אחורי המופעל דרך גלאי האולטרסאונד.
    הערה: הווריד הנוב התחתון (IVC) יופיע כמבנה לומינלי מימין לאאורטה של העכבר וניתן לדחיסה באמצעות לחץ מתון אחורי המופעל דרך גלאי האולטרסאונד.
  4. מדוד את הקוטר הקדמי-אחורי של האאורטה הבטנית רק בראש הבטן עד לנקודת הפיצול.
  5. הזז את הגלאי קרוב לאורך האאורטה וזהה את הווריד הכלייתי השמאלי החוצה קדמית לאאורטה ונכנס ל-IVC.
  6. מדוד את הקוטר הקדמי-אחורי של האאורטה הבטנית רק זנב עד לנקודה שבה וריד הכליה השמאלי חוצה קדמית לאאורטה הבטנית.
  7. הזז את הגלאי קרוב וזהה את הסרעפת.
    הערה: הסרעפת מזוהה כרצועה היפראקואית שנמצאת רק בראש הכבד.
  8. מדדו את הקוטר הקדמי-אחורי של האאורטה הבטנית רק זנב עד לנקודה שבה הוא נכנס לבטן.
  9. מניחים את העכבר בכלוב או בסל התאוששות מרופד במגבות ומונח על במה מחוממת ל-37 מעלות צלזיוס.
  10. עקוב אחרי העכבר עד שהוא יוצא מההרדמה.

2. רגישות ראשונית לאלסטין

  1. הכינו את מוצרי התפרקות האלסטין (EDP) תוך לבישת ציוד מגן אישי, כולל כפפות, מגן עיניים ומסכות פנים.
    1. קבל נוסחה של אלסטאז לבלב עכברי במתלה PBS ב-0.475 יחידות למ"ל (4.75 יחידות לחלבון במ"ג).
    2. קח 168 מיקרול מהאלסטאז והוסיף אותו ל-5 מ"ג אלסטין עכברי. הוסף לתערובת זו עוד 200 מיקרוליטר של 1X מלח עם בופר פוספט (PBS), ואז פיפטה לערבוב.
    3. דגרו את תערובת האלסטאז והאלסטין בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס למשך 20 דקות עם ערבוב עדין לסירוגין.
    4. הוסף 632 מיקרו ליטר 1X PBS קר לתערובת האלסטאז והאלסטין.
    5. הוסף 1 מ"ל של תוספת פרוינד המלאה.
  2. הכניסו את העכבר לתא ההרדמה.
  3. יש להזריק איזופלורן שנשאף ב-1.8−2% וחמצן עד שהעכבר יורדם.
  4. הניחו את העכבר בשכיבה על במה מחוממת ל-37 מעלות צלזיוס, כאשר אף העכבר ממוקם בתוך חרוט האף ההרדמה.
  5. הזרקו 50 מיקרוליטר EDP תת-עורית לכל צד, לסך כולל של 100 מיקרוליטר EDP בכל עכבר.
  6. מניחים את העכבר בסל התאוששות מרופד במגבות ומונח על במה מחוממת ל-37 מעלות צלזיוס.
  7. עקוב אחרי העכבר עד שהוא יוצא מההרדמה.

3. הכנה לניתוח

  1. הכן את כלי הניתוח.
    1. הרכיבו ערכת ניתוח עם 2 מלקחיים עם שיניים, 1 מלקחיים ישרים חדים, 1 מלקחיים בזווית חדה, 1 מניע מחט, מספריים, לפחות 3 רטרקטורים מגנטיים שומרים על עצמם, 1 מהדק עור, ופקק בקבוק פוליפרופילן אחד.
    2. הוסיפו תפר קלוע 4-0 עם חומצה פוליגליקולית לערכה בצורה סטרילית מיד לפני הניתוח.
    3. הערה: גם גודל תפרים 3-0 או 5-0 יספיק.
    4. מלאו את פקק בקבוק הפוליפרופילן ב-PBS 1X מחומם וסטרילי.
      הערה: בקבוק PBS סטרילי 1X נשמר בחימום בטמפרטורה של 37°C למילוי.
  2. הכינו את האלסטאז.
    1. דילל 27 מיקרוליטר של 5.1 מ"ג/מ"ל (≥4.0 יחידות/מ"ג חלבון) אלסטאז לבלב חזירי ל-73 מיקרו-ליטר של 1X PBS לנפח סופי של 100 מיקרוליטר לניתוח על 10 עכברים (10 מיקרוליטר/עכבר).
    2. הכינו את חדר הניתוח.
    3. אוטוקלב בקבוק של אפליקטורים עם קצה כותנה, אפלקטטורים עם קצה כותנה מחודד, וגזה בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ, והניחו אותם ליד מגשי הניתוח לפני הניתוח.
    4. הניחו שלב ניתוח מגנטי על כרית חימום מכוונת ל-37 מעלות צלזיוס בשלב מיקרוסקופ. הדביקו את כרית החימום למקום בשלב המיקרוסקופ, אך השאירו את הרכיב המגנטי לא מחובר כדי לאפשר שינוי מיקום במהלך הניתוח.
    5. הנח כרית סופגת או מגבת נייר על כרית החימום. קפל גזה בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ לחצי ומניח אותו מתחת לקונוס האף של ההרדמה.
    6. הניחו של 30 מ"ל מלאה בחומר הסרת שיער, 30 מ"ל מלאה ביוד 5% פובידון, שפופרת חומר סיכה לעיניים, סרט כירורגי, גזה לא סטרילית בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ, מאפליקטור עם קצה כותנה לא סטרילי, מטליות אלכוהול אטומות בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ, גליל סרט דביק לשירות מזון, ובקבוק ריסוס עם 70% אתנול ליד אזור הניתוח.
    7. משוך בופרנורפין שחרור מושהה של 1.3 מ"ג/מ"ל למזרק בנפח של 75 מיקרו-ליטר לעכבר, במינון של 3.25 מ"ג/ק"ג בעכבר של 30 גרם.
  3. הכינו את העכבר לניתוח.
    1. מדדו ורשמו את משקל העכבר בגרמים.
    2. הכניסו את העכבר לתא ההרדמה.
    3. יש להזריק איזופלורן שנשאף ב-1.8−2% וחמצן עד שהעכבר יורדם.
    4. הניחו את העכבר על השכיבה על במה שחוממה ל-37 מעלות צלזיוס כאשר אף העכבר ממוקם בתוך חרוט האף של ההרדמה.
    5. הזרקו 75 מיקרול בופרנורפין תת-עורית.
    6. הדביקו את הגפיים האחוריות לבמה עם סרט תיוג.
    7. מרחו חומר הסרת שיער באמצעות אפליקטור עם קצה כותנה על הבטן והמתינו 30 שניות.
    8. הסר את שיער הבטן באמצעות כרית גזה כותנה בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ.
    9. מרחו חומר סיכה לעיניים על עיני העכבר.
    10. מרחו פובידון-יוד על בטן העכבר באמצעות כרית גזה בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ ותנו לה להתייבש.
    11. נגב את הבטן עם מטוש אלכוהול בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ. מורחים שוב פובידון-יוד ותנו לו להתייבש.
    12. בדוק את ההרדמה על ידי צביטת אצבע העכבר והבטחת תגובה.
    13. הנח שכבת סרט דביק לשירות מזון מעל שלב הניתוח.
    14. רססו את שלב הניתוח ב-70% אתנול ותנו לו להתייבש.
    15. רחצו ידיים ולבשו כפפות ניתוח סטריליות.

4. הליך ניתוח (7 ימים לאחר הרגישות הראשונית לאלסטין)

  1. חשפו את האאורטה הבטנית.
    1. בצע חתך עור באמצעות מספריים או סכין לאורך קו האמצע של הבטן למרחק ~3 ס"מ, החל מ-0.5−1 ס"מ מהראש לפין ומגיע ל-0.5 ס"מ קאודאד עד הזיפואיד.
    2. אחזו בעור באמצעות מלקחיים עם שיניים ומשכו בעדינות כלפי מעלה כדי לזהות את הלינאה אלבה, שתופיע כמישור אווסקולרי בין שרירי הרקטוס.
    3. באמצעות מספריים, חתכו את הלינאה אלבה תוך כדי משיכה כלפי מעלה על העור. היזהרו לחתוך רק את הלינאה אלבה, תוך הימנעות ממבנים תוך-בטניים.
    4. הניחו רטרקטורים מגנטיים שומרים את עצמם, כאשר אחד מושך את הצד הימני של דופן הבטן, אחד מושך את הצד השמאלי של דופן הבטן, ואחד מושך את המבנים בצד הזנב של החתך, כגון שלפוחית השתן ווזיקולות הזרע.
    5. באמצעות אפליקטורים עם קצה כותנה רטוב, פשטו את המעי מעצמכם וכסו אותו בגזה לחה בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ. חלופה נוספת היא לארוז את המעי באמצעות גזה מגולגלת ולחיה בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ לצד השמאלי של בטן העכבר.
      הערה: בהתאם לאנטומיה של העכבר ולמיקום הרטרקטורים, המעי עשוי להיות מפורק או דחוס בכיוון ההפוך לצורך הדמיה מיטבית.
    6. זהה את ה-IVC ואת האאורטה הבטנית בקו האמצעי האחורי.
    7. באמצעות אפליקטורים עם קצה כותנה, נכנסו לרטרופריטונאום על ידי פתיחה עדינה של מישור הרקמה המכסה את מבני הווסקולריה האחוריים.
      הערה: לחץ מכוון לאחור על הרקמה הרלוונטית, ואחריו משיכת קצות האפליקטור הכותנה זה מזה, מפעיל רמות אחיזה גבוהות יותר. לאחיזה עדינה יותר, סובבו את קצות מאפליקטור הכותנה בכיוונים מנוגדים.
    8. הניחו את הרטרקטורים הצדדיים עמוק יותר כדי לקבל אחיזה והמחשה טובה יותר של האאורטה.
    9. המשיכו להשתמש באפליקטורים עם קצה כותנה כדי להפריד בעדינות בין ה-IVC לאאורטה הבטנית הפנימית, תוך הימנעות משחרור החיבורים הצדדיים של האאורטה בשלב זה.
    10. המשיכו לפתח את המישור בין ה-IVC לאאורטה עד שמופיע מרחב משולש בין האאורטה ל-IVC (איור 1).
      הערה: שלב זה בדרך כלל הכי קל להשגה רק ברוח של וריד הכליה השמאלי.
    11. באמצעות דיסקציה קהה או מלקחיים חדים, שחררו את החיבורים האאורטליים על ידי משיכת האאורטה מהרקמה המחברת והשרירים המותניים בצד שמאל של העכבר.
    12. הניחו את המלקחיים החדים בזווית במרחב שנוצר בין האאורטה ל-IVC, ופתחו וסגרו בעדינות את המלקחיים באופן חוזר כדי לפתוח את חיבורי האאורטה האחוריים.
    13. באמצעות אותה טכניקת פתיחה וסגירה, מפתחים את המישור האחורי לאורך האאורטה, מהראש ועד הזנב.
    14. קבל תמונת מיקרומטריה וידאו של כל האאורטה ושמור אותה לניתוח.
  2. מרח אלסטאז פריוסקולרי.
    1. באמצעות פיפטה, הפילו 10 מיקרוליטר של תמיסת אלסטאז לאורך האאורטה החשופה.
      הערה: על ידי ניתוח רק של הרקמות המדיאליות והצידיות של האאורטה, ייווצר מרזב שבו האלסטאז מצטבר.
    2. מניחים רפידות גזה לחות בגודל 5 ס"מ על 5 ס"מ על הבטן הפתוחה ואפשרו לתמיסת האלסטאז לדגור למשך 10 דקות.
    3. הסר את כיסוי המשטח ושטף את הבטן ב-1X PBS סטרילי שלוש פעמים כדי להסיר את שאריות תמיסת האלסטאז.
  3. סגור את הבטן.
    1. החזר את איברי הבטן למקומם המקורי. הבחן והסר כל סיבוב או עיקול במעי.
    2. באמצעות מלקחיים, קילפו את שריר הרקטוס והפאשיה מהעור ליצירת פלפ עור באורך 0.25 ס"מ.
    3. סגרו את פסיה הבטנית באמצעות תפר פוליגליקולית (או דומה) קלוע 4-0 בצורה פשוטה של ריצה פשוטה, תוך הקפדה על שילוב פינות החתך ותנוע לא יותר מ-2 מ"מ בין הנשיכות.
    4. הדביקו את העור שמעל יחד באמצעות סיכות 3−4.

5. טיפול לאחר הניתוח

  1. הוציאו את העכבר משלב הניתוח והניחו אותו בסל התאוששות מרופד במגבות ומונח על במה מחוממת ל-37 מעלות צלזיוס.
  2. עקוב אחרי העכבר עד שהוא יוצא מההרדמה.
  3. יש לעקוב אחרי העכבר מדי יום לאחר הניתוח במשך 4 ימים, תוך הבחנה במצב הבריאות הכללית ובמצב החתך בבטן.
  4. לאחר הניתוח, יש לבצע אולטרסאונד חוזר כפי שתואר לעיל כדי לעקוב אחר גדילת האנוריזמה.
  5. להסיר את הסיכות שבוע לאחר הניתוח או בזמן האולטרסאונד של שבוע 1.

6. חזרה על רגישות לאלסטין (7 ימים לאחר ניתוח השראת מפרצת)

  1. בצע את אותם שלבים כפי שתוארו לעיל עבור רגישות האלסטין ההתחלתית על ידי הכנת פתרון EDP באותו אופן, עם החלפה יחידה של האדjuvant הלא שלם של פרוינד במקום האדjuvant השלם.

7. הליכי קצירת רקמות

  1. אספו רקמות ביום ה-21 לאחר הניתוח לניתוחים שונים.
  2. הכינו את העכבר באותו אופן שנעשה בניתוח ההשראה.
  3. חשפו שוב את האאורטה באותו אופן שנעשה במהלך ניתוח האינדוקציה, תוך זהירות שלא לפגוע בדגימות שייאספו לניתוחים היסטולוגיים.
    הערה: בשלב זה, לעכבר יהיו צלקות דביקות, ולכן ייתכן שיהיה צורך יותר בכריתה חדה עם מלקחיים במקום כריתה קהה.
  4. השגת תמונות מיקרומטריה בווידאו.
  5. בצע ניקוב לבבי לאיסוף דם לבדיקה והמית את העכבר.
  6. הפעילו את העכבר לניתוח תוך כדי שימוש בציוד מגן אישי מתאים, כולל כפפות, מגן עיניים ומסכות פנים.
    1. אם הרקמות מיועדות לניתוח ציטומטריית זרימה (או דומה), יש לפרף את החדר השמאלי עם 1X PBS ללא מרחיב כלי דם בעומק 100−120 מ"מ כספית לנפח של 8 מ"ל.
    2. אם הרקמות ייעודו לניתוח PCR, יש לפרף את החדר השמאלי עם 1X PBS עם מרחיב כלי דם (0.1 mM אדנוזין ו-0.01 mM נתרן ניטרופרוסיד) ולאחר מכן תמיסת ייצוב RNA.
    3. אם הרקמות מיועדות לניתוחים היסטולוגיים, יש לפרפיוז את החדר השמאלי ב-1X PBS עם מרחיב כלי דם, ואחריו 10% פורמלין פוספט בופר.
  7. קצור את הרקמות הרצויות, תוך היזהרות שלא לפגוע במבנה ברקמות המיועדות לניתוח היסטולוגי. סמן את הכיוון עם תפרים או חומרי סימון.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בסך הכל 28 עכברים זכרים מסוג C57BL/6J עברו פרוטוקול ניתוחי זה, כאשר תמותה אחת במהלך הניתוח עקב פציעת IVC (3.6%). היו שלושה מקרי מוות מאוחרים נוספים, אחד מהם נגרם מבקע חתך והשניים האחרים מסיבות לא ידועות, מה שהביא לשרידות כוללת של 85.7% למשך 21 ימים. הזמן הממוצע מהשראת ההרדמה ועד לסיום מתן ההרדמה היה 46.4 ± 8.0 דקות. עכברי ניתוח מזויף עברו פרוטוקול כמעט זהה לקבוצת האנוריזמה, כולל רגישות ראשונית ל-EDP, לפרוטומיה, חשיפה לאאורטה ורגישות חוזרת ל-EDP. ההבדל המרכזי היה שהקבוצה המדומה לא קיבלה א...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מאז שתואר לראשונה בעכברים בשנת 1990, מודל AAA מבוסס האלסטאז עבר מספר שינויים ושימש בבעלי חיים שונים 10,19,20,21,22,23. חלק מהשינויים כוללים קנולציית אאורטה, שסביר להעלות את התמותה ולהכניס מרכיב טראומטי לפתולוגיה האאורטלית17. שינויים פחות פולשניים כוללים מלח פומראט 3-אמ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים אינם מדווחים על עניין קנייני או מסחרי במוצר או מושג המוזכר במאמר זה.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו נתמכה על ידי קרן המחקר הרפואי Cryptic Masons (בראונסבורג, אינדיאנה).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
1 mL Tuberculin SyringesBecton Dickinson309628
10% Buffered Formalin PhosphateFisher ChemicalSF100-4
70% Isopropyl Alcohol SwabsCardinal HealthS-16183
Angled sharp forcepsDumontI I25 I-35
AutoClip 9mm (Skin stapler)MikRon427630
BetadineAtlantis Consumer Healthcare67618-155-16
Cotton gauze padDynarex Corporation3223
Cotton tipped applicatorPuritan Medical Products25-806 2WC
Elastase from porcine pancreas (≥4.0 units/mg protein)Sigma-AldrichE1250מאוחסן בתמיסה מימית ב-4 °C
Elastase from mouse pancreas (4.75 units/mg protein)Elastin Products Co., Inc.MS838מאוחסן בתמיסה מימית (0.1 מג ב-1 מ"ל PBS) ב-4 °C
ElastinMP Biomedicals101636מאוחסן בתמיסה מימית ב-4 °C
Enersight Desktop SoftwareLeicahttps://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/enersight/
Ethiqa XR (extended release buprenorphine)FidelisNDC 86084-100-30
Eye lubricantOptixCareOpx-4242
Flexacam i5 (Stereo)Leicahttps://www.leica-microsystems.com/products/microscope-cameras/p/12730536-leica/
Freund’s complete adjuvantMP Biomedicals642851מאוחסן בתמיסה מימית ב-4 °C
Freund’s incomplete adjuvantMP Biomedicals642861מאוחסן בתמיסה מימית ב-4 °C
Gloves (Sterile)Encore7824PF
Hypodermic Needles (23 G)Becton Dickinson305145
Hypodermic Needles (27 G)Becton Dickinson305109
Isospire (Isoflurane)Dechra Veterinary07-894-8943
Labeling TapeFisher Scientific15959
MasksDukal Corp.1540
Needle driverScanlan6006-36
Omnicon F/air Anesthetic Gas CanisterA.M. Bickford Inc.80120
Press'N SealGlad12587704417
RC2 Rodent Circuit ControllerVetEquip Incorporated922100
RNAlater Stabilization solutionThermoFisher ScientificAM7021
ScissorsFine Science Tools14005-12
Skin staples (clips)MikRon205016
Small Rodent Warmer HeaterStoelting53851
Small Rodent Warmer StageStoelting53812
Stereo Microscope M60Leicahttps://www.leica-microsystems.com/products/light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m80/
Straight sharp forcepsDumontI I 25 I-30
SurgiSuite self-retaining magnetic retractor set and stageKent Scientific13-005-180
Tahoe Portable Oxygen ConcentratorVetland Medical595-2300A
Toothed forcepsFine Science Tools11043-08, 11042-08
Vevo 2100 UltrasoundFUJIFILM VisualsonicsEDU00496
Visorb polyglycolic acid sutureCP Medical397A
VWR AbsorbentsVWR95057-860

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Song P, He Y, Adeloye D, Zhu Y, Ye X, Yi Q, et al. The Global and Regional Prevalence of Abdominal Aortic Aneurysms: A Systematic Review and Modeling Analysis. Ann Surg. 2023;277(6):912-9.
  2. Kent KC. Clinical practice. Abdominal aortic aneurysms. N Engl J Med. 2014;371(22):2101-8.
  3. Macura KJ, Corl FM, Fishman EK, Bluemke DA. Pathogenesis in acute aortic syndromes: aortic aneurysm leak and rupture and traumatic aortic transection. AJR Am J Roentgenol. 2003;181(2):303-7.
  4. Hoornweg LL, Storm-Versloot MN, Ubbink DT, Koelemay MJ, Legemate DA, Balm R. Meta analysis on mortality of ruptured abdominal aortic aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 2008;35(5):558-70.
  5. Beckman JA, Isselbacher EM, Preventza O, Hamilton Black Iii J, Augoustides JG, Beck AW, et al. 2022 ACC/AHA Guideline for the Diagnosis and Management of Aortic Disease: A Report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on Clinical Practice Guidelines. J Am Coll Cardiol. 2022;80(24):e223-e393.
  6. Claridge R, Arnold S, Morrison N, van Rij AM. Measuring abdominal aortic diameters in routine abdominal computed tomography scans and implications for abdominal aortic aneurysm screening. J Vasc Surg. 2017;65(6):1637-42.
  7. Senemaud J, Caligiuri G, Etienne H, Delbosc S, Michel JB, Coscas R. Translational Relevance and Recent Advances of Animal Models of Abdominal Aortic Aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2017;37(3):401-10.
  8. Allaire E, Guettier C, Bruneval P, Plissonnier D, Michel JB. Cell-free arterial grafts: morphologic characteristics of aortic isografts, allografts, and xenografts in rats. J Vasc Surg. 1994;19(3):446-56.
  9. Wang Y, Krishna S, Golledge J. The calcium chloride-induced rodent model of abdominal aortic aneurysm. Atherosclerosis. 2013;226(1):29-39.
  10. Anidjar S, Salzmann JL, Gentric D, Lagneau P, Camilleri JP, Michel JB. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 1990;82(3):973-81.
  11. Nabseth DC, Martin DE, Rowe MI, Gotlieb LS, Deterling RA, Jr. Enzymatic destruction of aortic elastic tissue and possible relationship to experimental atherosclerosis. J Cardiovasc Surg (Torino). 1963;4:11-7.
  12. Norman PE, Curci JA. Understanding the effects of tobacco smoke on the pathogenesis of aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2013;33(7):1473-7.
  13. Snider GL. Distinguishing among asthma, chronic bronchitis, and emphysema. Chest. 1985;87(1 Suppl):35S-9S.
  14. Aune D, Schlesinger S, Norat T, Riboli E. Tobacco smoking and the risk of abdominal aortic aneurysm: a systematic review and meta-analysis of prospective studies. Sci Rep. 2018;8(1):14786.
  15. Campa JS, Greenhalgh RM, Powell JT. Elastin degradation in abdominal aortic aneurysms. Atherosclerosis. 1987;65(1-2):13-21.
  16. Wilson KA, Lindholt JS, Hoskins PR, Heickendorff L, Vammen S, Bradbury AW. The relationship between abdominal aortic aneurysm distensibility and serum markers of elastin and collagen metabolism. Eur J Vasc Endovasc Surg. 2001;21(2):175-8.
  17. Hu G, Dong Z, Fu W. A Novel Modification of the Murine Elastase Infusion Model of Abdominal Aortic Aneurysm Formation. Ann Vasc Surg. 2017;42:246-53.
  18. Lu G, Su G, Davis JP, Schaheen B, Downs E, Roy RJ, et al. A novel chronic advanced stage abdominal aortic aneurysm murine model. J Vasc Surg. 2017;66(1):232-42 e4.
  19. Xue C, Zhao G, Zhao Y, Chen YE, Zhang J. Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model Induced by Perivascular Application of Elastase. J Vis Exp. 2022(180).
  20. Nie M, Yan Y, Li X, Feng T, Zhao X, Zhang M, et al. Effect of Low-Pressurized Perfusion with Different Concentration of Elastase on the Aneurysm Formation Rate in the Abdominal Aortic Aneurysm Model in Rabbits. Biomed Res Int. 2016;2016:6875731.
  21. Bi Y, Zhong H, Xu K, Zhang Z, Qi X, Xia Y, et al. Development of a novel rabbit model of abdominal aortic aneurysm via a combination of periaortic calcium chloride and elastase incubation. PLoS One. 2013;8(7):e68476.
  22. Shannon AH, Cullen JM, Dahl JJ, Scott EJ, Tyerman Z, Spinosa MD, et al. Porcine Model of Infrarenal Abdominal Aortic Aneurysm. J Vis Exp. 2019(153).
  23. Cullen JM, Lu G, Shannon AH, Su G, Sharma A, Salmon M, et al. A novel swine model of abdominal aortic aneurysm. J Vasc Surg. 2019;70(1):252-60 e2.
  24. Ingram MD, Leckie K, King JR, Doiron T, Moldovan L, Zhang L, et al. An Elastin Sensitized Murine Model of Abdominal Aortic Aneurysm. JVS-Vascular Science. 2021;2:285.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

232232
הסרטון יגיע בקרוב

מאמרים קשורים