Necroscopia diagnostica e selezionati Collezione di tessuti e campioni di ratti e topi

L'obiettivo generale di questa procedura è eseguire una necroscopia di base su un roditore. Questo viene realizzato innanzitutto registrando le informazioni di base sull'animale. Il secondo passaggio della procedura consiste nell'esaminare le viscere.

Il terzo passaggio consiste nel raccogliere campioni come organi o linfonodi mesenterici. In definitiva, lo stato di salute di un animale può essere determinato mediante istopatologia o altre tecniche. In generale, le persone alle prime armi nell'esecuzione di una necrospia incontrano difficoltà perché l'anatomia dei roditori viene appresa sul campo.

Questi metodi possono aiutare a rispondere a domande fondamentali sulla salute degli animali in un allevamento di ricerca. La dimostrazione visiva di queste tecniche è essenziale, poiché richiede tempo imparare le posizioni dei vari tessuti e come distinguere un tessuto normale da uno anomalo. Prima di eutanasizzare l'animale, raccogliere informazioni sulla sua storia e registrare le sue caratteristiche attuali, come stato fisico, comportamento, sesso, età, peso, ceppo e così via.

Questo documento costituisce un'informazione essenziale per la persona che esaminerà i tessuti prima dell'eutanasia dell'animale. Assicurarsi che venga utilizzata un'adeguata attrezzatura di protezione individuale. Preparare un tavolo per dissezione, pinze, forbici, etichette per i contenitori, fissativo, mezzo e contenitori per il campionamento.

Dopo l'eutanasia dell'animale, valutarne lo stato fisico, verificare la presenza di anomalie cutanee e del mantello, emaciazione e disidratazione. Cercare inoltre segni di manipolazioni artificiali, impianti o cicatrici chirurgiche sull'animale. Successivamente, utilizzando un microscopio stereoscopico, esaminare dettagliatamente tutte le aperture esterne.

Questi includono le orecchie, gli occhi, il naso, la bocca, l'ano e le strutture genitali. Ora, posizionare l'animale supino sulla tavoletta di dissezione, sollevare la pelle con pinze e utilizzare forbici per inciderla dall'ano fino al mento. Successivamente, riflettere la pelle ai lati e praticare un'incisione attraverso la parete addominale e la gabbia toracica.

Esponi le viscere toraciche praticando due incisioni lateralmente lungo i lati della gabbia toracica. Incidi il diaframma. Quindi rimuovi la gabbia toracica tagliando la parte superiore dello sterno.

Ora, esaminare gli organi toracici e addominali esposti. Rilevare eventuali cambiamenti di colore, odori insoliti, dimensioni, differenze, organi mancanti o fuori posto. Esaminare la consistenza delle superfici degli organi e osservare la presenza di masse tissutali o sacche piene di liquido.

Inoltre, osservare la presenza di liquido in ciascuna cavità. Proseguire l'esame con il tratto gastrointestinale. Esaminare il mesentere alla ricerca di linfonodi ingranditi o masse tissutali.

Descrivere il contenuto del tratto gastrointestinale e verificare attentamente la presenza di pareti ispessite, masse o emorragie. Per esaminare l'interno dei reni, utilizzare una lama per effettuare una sezione longitudinale del rene sinistro e una sezione trasversale del rene destro fuori centro rispetto alla linea mediana. Controllare il parenchima alla ricerca di eventuali anomalie.

Ora esaminare l'apparato urogenitale nei maschi. Individuare le vescicole seminali, i testicoli, l'epididimo, i ureteri e le ghiandole perusali nelle femmine. Individuare l'utero, le ovaie e i ureteri.

Esaminare l'apparato urogenitale alla ricerca di ostruzioni, sacche di liquido, emorragie o altre anomalie. Al termine di questi esami, isolare ed escindere gli organi bersaglio per ulteriori analisi. In genere, vengono prelevati il cuore, il fegato, i reni e la milza man mano che vengono escissi.

Immergere ogni organo in un fissativo o seguire i primi passaggi di un protocollo che richiede questi tessuti, come il congelamento o l'immunohistochimica, per ottenere una fissazione adeguata. In generale, i tessuti vengono immersi in un conservante come il 10%NBF in un rapporto di 20 volumi di fissativo per un volume di tessuto. Quando si lavora con ratti, raccogliere l'aspirato bronchiale prima dell'aspirato nasale.

Iniziare sollevando il tessuto cutaneo in direzione dei tessuti sottocutanei a partire dalla regione cervicale, esponendo così le ghiandole salivari e la muscolatura cervicale. Rimuovere quindi tali tessuti per esporre la trachea. Effettuare un'incisione di tre millimetri sulla trachea ed inserire una pipetta caricata con un millilitro di liquido di campionamento all'interno della cavità tracheale, orientandola obliquamente.

Passare lentamente il fluido di campionamento attraverso la trachea e nei polmoni per tre volte. Quindi aspirare il fluido di campionamento ed estrarre la pipetta dalla trachea. Non tutto il fluido rientrerà nella pipetta.

Pertanto, ripetere il processo se è necessario raccogliere altro liquido. Per i test nei topi. Per prelevare un campione di aspirato nasale o aspirato bronchiale, accedere all’ATU nasofaringea utilizzando forbici sterili.

Recidere l'articolazione temporo-mandibolare e riflettere la mandibola lontano dalla mascella, esponendo l'atu faringeo nasale per raccogliere l'aspirato nasale. Inserire una pipetta caricata con un millilitro di liquido di campionamento nell'atu faringeo nasale del topo o nel lume tracheale del ratto. La pipetta deve essere orientata in direzione cranica e spinta all'interno.

Pertanto, la punta entra in contatto con il palato nasale. Una volta raggiunta questa posizione, iniettare lentamente il liquido di campionamento. Mentre il liquido penetra nella cavità nasale, si formeranno menischi all'orifizio nasale e il liquido sarà altresì visibile attraverso il palato orale traslucido.

Tuttavia, se il liquido fuoriesce dalla bocca, riorientare la pipetta. Una volta completata l'iniezione, aspirare il liquido campionato dalla cavità nasale nella pipetta, quindi rimuovere la pipetta. Iniziare afferrando la trachea con una pinzetta e tagliarla appena al di sopra della pinzetta.

Successivamente, tirare delicatamente la trachea verso l'alto, recidendo i collegamenti tessutali finché l'intero insieme dei tessuti toracici può essere escisso. Ora, appoggiare i polmoni piatti sulla superficie di lavoro e legare in modo lento un pezzo di sutura o spago intorno alla trachea. Non stringere il nodo, altrimenti non sarà possibile inserire l'ago nella trachea.

Ora, riempire una siringa con fissativo ed inserire l'ago nell'apertura della trachea, assicurando al contempo la trachea all'ago. Con pinze, riempire lentamente i polmoni con il fissativo fino a quando non sono completamente gonfi. Il volume di fissativo varierà in base all'età, ceppo e stato di salute dell'animale.

Se i tessuti sono sottodistesi appariranno piatti; se sovradistesi, un liquido schiumoso fuoriuscirà dal tessuto una volta riempito. Stringere il materiale di sutura o il filo intorno alla trachea per evitare il reflusso del fissativo dai polmoni. Quindi immergere i polmoni distesi nel fissativo. Posizionare la carcassa su una tavola anatomica pulita in posizione ventrale e utilizzare forbici e pinze per rimuovere la cute e i muscoli sovrastanti il cranio.

Quindi decapitare la carcassa utilizzando forbici piccole. Inserire la lama inferiore nel forame magno e tagliare lungo la linea mediana del cranio con un movimento ascendente. A questo punto, esporre il cervello con una pinza allargando il cranio.

Se il patologo preferisce sezionare il cervello mentre si trova ancora all'interno del cranio, posizionare immediatamente il cranio con il cervello esposto in NBF al 10%. In caso contrario, afferrare la testa intorno al naso con pinze o dita e capovolgere delicatamente il cranio in modo che la forza di gravità aiuti il tessuto a fuoriuscire dal cranio. Con attenzione, far scorrere le pinze curve lungo il margine esterno del cervello partendo dai lobi olfattivi.

Continuare a far scivolare la pinzetta lungo il cranio in direzione del cervelletto, pizzicando delicatamente i nervi con la stessa pinzetta. Quando il cervello si stacca, posizionarlo nel fissativo; per localizzare prima i linfonodi mesenterici, individuare il cieco a forma di C dell'intestino. I linfonodi mesenterici sono delle masse gialle ovali o sferiche di tessuto nel mesentere adiacente al cieco.

Hanno spesso una consistenza leggermente più spessa e compatta rispetto al tessuto mesenterico e al grasso circostante. Inizialmente, può essere utile utilizzare una lente stereoscopica per differenziare i tessuti, ma con l'esperienza non sarà più necessario. Utilizzando pinze e forbici, isolare i linfonodi mesenterici, quindi trasferirli in un tubo di stoccaggio da utilizzare per coltura, PCR o istopatologia.

Al termine del protocollo, il patologo o lo scienziato dispone di una relazione scritta riguardante le condizioni oggettive e soggettive all'eutanasia. Tale relazione comprende una descrizione oggettiva dei tessuti prima della loro fissazione, tutti i principali organi addominali e toracici in fissativo, il cervello e i linfonodi mesenterici, nonché campioni di aspirato nasale e bronchiale. Una volta acquisita padronanza, una necroscopia abbreviata può richiedere meno di 30 minuti.

Durante l'esecuzione di questa procedura, è importante ricordare di annotare le osservazioni sullo stato dell'animale e dei suoi tessuti. Dopo aver visionato questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come eseguire una necroscopia completa su un roditore, inclusa la raccolta di polmoni perfusi, linfonodi mesenterici e cervello.