차단 혈액 시스템을 사용하여 준비 및 더블 복용 버피 코트의 혈소판 제품의 병원체 불 활성화

본 영상에서는 7개의 버피코트(Buffy coat) 풀을 사용하여 2배 용량 혈소판 농축액을 제조하고, 이후 intercept로 처리하는 과정을 보여드립니다. 이 영상을 시청하신 후에는 병원체 불활성화 2배 용량 혈소판 농축액을 제조하는 방법에 대해 충분히 이해하시게 될 것입니다. 먼저 도식적인 개요를 제시한 후, 시연을 이어가겠습니다.

기증받은 전혈 7단위의 첫 부분을 원심 분리 및 분리하여 부피와 헤마토크리트 목표치를 충족하는 7단위의 버피코트(buffy coat)를 얻습니다. 버피코트들을 연결하고 풀링한 후 원심 분리합니다. 그런 다음 혈소판 현탁액을 잔류 적혈구로부터 분리하여 병원체 및 백혈구를 불활성화하기 위한 2배 용량의 혈소판 농축액을 제조합니다.

2배 용량의 혈소판 농축액은 핵산을 가교 결합시키는 Intercept 시스템을 사용하여 처리합니다. 최종적으로 이 절차를 통해 pH, glucose, lactate, PO₂, PCO₂ 및 혈소판 수치 평가를 통해 7일의 보관 기간 동안 허용 가능한 시험관 내 품질을 가진 두 개의 치료용 혈소판 용량을 얻을 수 있습니다. 혈액 센터의 기술자가 해당 절차를 시연할 것이며, 처리 요구 사항에 대해 설명하겠습니다.

먼저, 2배 용량의 혈소판 농축액이 300에서 420 mL의 인터셉트(intercept) 처리 규격을 충족하는지 확인하십시오. 혈소판 용량은 2.5에서 7 × 10¹¹개여야 하며, 적혈구 수는 mL당 4 × 10⁶개 미만이어야 합니다. 450 mL 상하단 수집 세트에 수집된 전혈 7단위로 이 절차를 시작하십시오.

혈액 단위를 원심분리 컵에 넣고, 제조사의 지침에 따라 실온에서 4,880 RCF로 11분 동안 브레이크 설정 B 5로 강하게 원심분리합니다. 원심분리가 끝나면 혈액은 적혈구, 버피 코트(buffy coat), 혈장 세 층으로 분리됩니다. 혈장은 상단 위성 백에, 적혈구는 하단 위성 백에 각각 옮겨 담으며, 약 48 mL의 버피 코트와 37% 헤마토크릿(hematocrit)은 채혈 용기에 남겨둡니다.

Buffy coat를 실온의 혈소판 교반기에 두고 하룻밤 동안 보관하십시오. 7개의 buffy coat와 300 milliliters의 SSP 및 혈소판 첨가액을 무균 연결하십시오. 첨가액이 상단에 위치하도록 직렬 구성으로 배치한 후, 여기에서 보여주는 것과 같이 첨가액과 첫 번째 buffy coat 사이의 라인을 클램프로 고정하십시오. Buffy coat 유닛 사이의 융착 부위를 열어 마지막 buffy coat 용기로 배출되도록 하십시오.

다음으로, 첨가제 용액과 첫 번째 버피 코트(buffy coat) 사이의 클램프와 용접 부위를 열고, 클램프를 닫기 전에 각 버피 코트 용기를 순차적으로 헹굴 수 있도록 첨가제 용액의 약 3분의 1(약 100 milliliters)이 통과하게 합니다. 매번 약 100 milliliters의 첨가제 용액을 사용하여 이 세척 과정을 두 번 더 반복합니다. 풀링된 버피 코트 용기를 빈 용기들로부터 분리합니다. 첨가제 용액을 포함한 버피 코트 풀(pool)의 부피는 약 600 milliliters가 되어야 합니다.

혼합된 버피코트(Buffy coats)를 교반기에 넣고 실온에서 1시간 동안 처리합니다. 그 다음, 통합 류코 감소 필터(leco reduction filter)가 장착된 혈소판 저장 용기를 버피코트 혼합액이 담긴 백에 연결합니다. 혼합된 버피코트와 혈소판 저장 용기를 원심분리기에 넣고 462 RCF에서 9분 20초 동안 원심분리합니다.

원심 분리 후, 혈소판 현탁액을 Luca reduction filter를 통해 혈소판 보관 용기에 분출합니다. 그 결과 420 mL에 약 7×10¹¹개의 혈소판이 포함된 2배 용량 혈소판 농축액이 생성되며, 이는 Intercept를 이용한 병원체 불활성화를 거칠 수 있습니다. 이 2배 용량 혈소판 농축액은 Antoin 용기, 조사 용기 및 이중 보관 용기로 구성된 Intercept 처리 세트를 사용하여 처리합니다.

혈소판 현탁액 용기를 인터셉트 처리 세트의 아민(Amin) 용기에 연결하십시오. 그런 다음 혈소판을 걸어줍니다. 아민 용기의 하단 캐뉼라를 제거하여 용액이 조명 용기로 흐르게 하십시오.

그런 다음 Amin 용기의 상단 캐뉼라를 파괴하여 혈소판이 Amin 용기를 통해 조명 용기로 흐르게 합니다. 혈소판과 am tosin 혼합물을 부드럽게 섞어줍니다. 조명 용기를 가볍게 짜서 내부의 공기를 배출합니다.

조명 컨테이너에서 밖으로 뻗어 나온 튜브의 길이가 4 cm를 넘지 않도록 조명 컨테이너와 amato 컨테이너 사이의 튜브를 밀봉하십시오. 빈 컨테이너들을 제거하여 폐기하십시오. 프로세싱 세트를 조명기 안에 배치하되, 조명 컨테이너는 왼쪽의 큰 구획에, 오거나이저는 오른쪽의 작은 구획에 넣으십시오.

기증 ID를 스캔하십시오. 제품 코드 및 처리 과정을 확인하십시오. 로트 번호를 조명 장치에 설정하십시오.

금속 덮개와 서랍을 닫습니다. 시작 버튼을 눌러 조사를 시작합니다. 조사기는 조사 용기 내의 혈소판 아민 혼합물에 제어된 양의 UVA 광선을 제공합니다.

아민은 혈소판 제제에 존재할 수 있는 병원균의 핵산 염기쌍 사이에 결합합니다. 빛을 조사하면 영구적인 교차결합이 형성되어 DNA 또는 RNA가 서로 고정되며, 이로 인해 병원균이 더 이상 복제되지 않아 혈액 제제 수혜자에게 질병을 일으키지 못하게 됩니다. 조사가 완료되면 처리 세트를 제거하십시오.

다음으로, 오거나이저에서 컨테이너를 꺼내 혈소판 및 처리 세트를 겁니다. 조명 컨테이너 출구의 캐뉼라를 꺾어 혈소판이 CAD 컨테이너로 흐르게 합니다. CAD 컨테이너 내부에는 혈액 제제 내 잔류 아민 수치를 감소시키는 고정된 다공성 폴리스티렌 비드가 부착된 웨이퍼가 들어 있습니다.

CAD 웨이퍼가 휘어지지 않도록 주의하십시오. CAD 용기 내의 공기를 조명 용기로 배출합니다. CAD 용기의 유입구 포트 근처에서 튜브를 밀봉하십시오.

비어 있는 조명 용기를 제거하여 폐기합니다. 저장 용기가 부착된 CAD 용기를 혈소판 교반기에 넣고 6시간에서 16시간 동안 둡니다. 이렇게 하면 잔류 amlin의 농도가 2 µM 이하로 감소하게 됩니다.

CAD 처리가 끝난 후, 교반기에서 혈소판 단위들을 꺼내어 매달고, CAD 컨테이너 출구 쪽의 캐뉼라를 꺾어 혈소판이 두 개의 보관 용기로 흘러 들어가게 합니다. 그 다음, 보관 용기 내의 공기를 배출합니다. Y-피팅 윗부분의 튜브를 밀봉하고 CAD 컨테이너를 제거합니다.

그 결과, 인 비트로(in vitro) 혈소판 기능을 평가하기 위해 병원균이 불활성화된 두 개의 혈소판 농축액이 준비되었습니다. 혈소판 용량, pH, PO₂ , 젖산 생성 및 포도당 소비량을 측정하였습니다. 혈소판 농축액은 저장 7일까지 분석되었습니다.

이 그림은 차단 처리 전 이중 용량 혈소판 농축액의 평균 시작 혈소판 용량과, 보관 7일까지 처리된 각 분할 제품의 평균 혈소판 용량을 보여줍니다. 여기서 볼 수 있듯이, 보관 중 혈소판 손실은 약 9%였습니다. 이러한 감소는 일반 혈소판의 보관 중 예상 혈소판 손실과 차이가 없습니다. 유럽 요건에 따라, 혈소판의 pH는 유효 기간 종료 시까지 6.4 이상으로 유지되어야 합니다.

처리 과정 중, 혈소판 농축액의 pH는 혈소판 농축액의 부피와 혈소판 보관 용기의 가스 투과성에 따라 약간 저하됩니다. 이 그림은 7일간의 보관 기간 동안 분할 혈소판 제품의 pH를 보여주며, 보관 중 pH는 안정적으로 유지되어 처리 요구 사항 범위를 잘 유지하고 있습니다. 보관된 혈소판 내에서는 유산소 대사가 계속 일어나야 하며, 이는 환자에게 수혈된 후 혈소판이 체내에서 기능할 수 있는 능력을 나타내는 지표가 됩니다.

혈소판의 O2 소비량과 CO2 생성량은 PL 24 10 용기 내의 차단 혈소판이 7일간의 보관 기간 동안 지속적으로 호흡하고 있음을 나타냅니다. 마찬가지로, 보관된 혈소판에서는 무산소 대사가 계속되어야 합니다. 따라서 포도당 소비와 젖산 생성 또한 수혈 후 혈소판의 기능 수행 능력을 보여주는 지표가 됩니다.

이 두 도표는 7일간의 보관 기간 동안의 젖산 및 포도당 수치를 보여줍니다. 혈소판의 포도당 소비량과 젖산 생성량은 서로 일치합니다. 7일의 보관 기간 동안, 5개 단위에서 포도당 수치가 포도당 분석의 하한선인 1.11 millimoles per liter 미만으로 나타났습니다.

버피 코트(Buffy coat) 조제 및 풀링 검증을 통해 인터셉트(Intercept) 처리 입력 기준, 특히 부피, 혈소판 수, 혈장 비율 및 적혈구 오염도를 충족하는 혈소판 농축액을 생성하였습니다. 최종 단위들은 혈소판 용량 및 pH를 포함하여 7일간의 보관 기간 동안 검증 기준을 충족했습니다. 단일 용량 혈소판 농축액을 생성하는 기존의 버피 코트 조제 방법과 비교하여 이 기술의 주요 장점은 혈액 채집으로부터 성분 회수율을 극대화하고, 2배 용량 기술을 사용하여 운영 비용을 절감하며, 수혈 전파성 병원균을 불활성화함으로써 환자의 안전성을 향상시킨다는 점입니다.