Diagnostische autopsie en Selected Tissue en Sample Collection bij ratten en muizen

Het algemene doel van deze procedure is het uitvoeren van een basisnecropsie bij een knaagdier. Dit wordt bereikt door eerst basisinformatie over het dier vast te leggen. De tweede stap van de procedure is het onderzoeken van de viscera.

De derde stap is het verzamelen van monsters, zoals organen of mesenteriale lymfeklieren. Uiteindelijk kan de gezondheidstoestand van een dier worden bepaald via histopathologie of andere technieken. Over het algemeen zullen mensen die nieuw zijn in het uitvoeren van een necropsie moeite hebben, omdat de anatomie van knaagdieren in de praktijk wordt geleerd.

Deze methoden kunnen helpen bij het beantwoorden van belangrijke vragen over de gezondheid van dieren in een onderzoekskolonie. Een visuele demonstratie van deze technieken is essentieel, aangezien het tijd kost om de locaties van verschillende weefsels te leren kennen en te leren hoe men normaal weefsel van abnormaal weefsel kan onderscheiden. Verzamel vóór de euthanasie van het dier informatie over de geschiedenis en leg de huidige kenmerken vast, zoals de fysieke conditie, het gedrag, het geslacht, de leeftijd, het gewicht, de stam, enzovoort.

Dit verslag is van essentieel belang voor de persoon die de weefsels zal onderzoeken voorafgaand aan de euthanasie van het dier. Zorg ervoor dat de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen worden gebruikt. Bereid een dissectieplaat, pincetten, scharen, etiketten voor de containers, fixatief, media en opvangbakjes voor.

Beoordeel na het eutanaseren van het dier de algemene conditie, en controleer op afwijkingen van de huid en vacht, emaciatie en dehydratie. Zoek daarnaast naar aanwijzingen van kunstmatige manipulaties, implantaten of chirurgische littekens op het dier. Onderzoek vervolgens met een dissectiemicroscoop alle externe lichaamsopeningen in detail.

Deze omvatten de oren, ogen, neus, mond, anus en genitaliën. Leg het dier nu op zijn rug op de dissectieplaat, til de huid op met een pincet en gebruik een schaar om de huid open te snijden van de anus tot aan de kin. Sla vervolgens de huid naar de zijkanten om en snijd door de buikwand en de borstkas.

Leg de thoracale organen bloot door aan weerszijden van de borstkas twee laterale incisies te maken. Snijd het diafragma door. Verwijder vervolgens de borstkas door boven aan het sternum dwars door te snijden.

Onderzoek nu de blootgestelde thoracale en abdominale organen. Noteer eventuele kleurveranderingen, ongebruikelijke geuren, afwijkingen in grootte en ontbrekende of verschoven organen. Beoordeel de consistentie van de organoppervlakken en noteer eventuele weefselmassa's of met vloeistof gevulde zakjes.

Let daarnaast op de aanwezigheid van vloeistof in beide holtes. Ga verder met het onderzoek van het maag-darmkanaal. Inspecteer het mesenterium op vergrote lymfeklieren of weefselmassa's.

Beschrijf de inhoud van het maag-darmkanaal en controleer zorgvuldig op verdikte wanden, massa's of bloedingen. Om het binnenste van de nieren te onderzoeken, wordt met een mes een longitudinale doorsnede van de linker nier en een transversale doorsnede van de rechter nier gemaakt, net buiten de middellijn. Controleer het parenchym op eventuele afwijkingen.

Inspecteer nu het urogenitale systeem bij mannetjes. Identificeer de zaadblaasjes, de testikels, de epididymis en de ureters. Identificeer bij vrouwtjes de uterus, de eierstokken en de ureters.

Onderzoek het urogenitaal systeem op blokkades, vochtophopingen, bloedingen of andere abnormaliteiten. Isoleer en excideer na voltooiing van deze onderzoeken de doelorganen voor verdere analyse. Gewoonlijk worden het hart, de lever, de nieren en de milt verzameld tijdens de excisie.

Dompel elk orgaan onder in een fixatief of volg de eerste stappen van een protocol dat deze weefsels vereist, zoals invriezen of immunohistochemie, om een adequate fixatie te verkrijgen. Over het algemeen worden weefsels ondergedompeld in een conserveermiddel zoals 10%NBF in een verhouding van 20 volumes fixatief op één volume weefsel. Bij het werken met ratten dient het bronchiale aspiraat te worden verzameld vóór het nasale aspiraat.

Begin met het terugklappen van de huid in het subcutane weefsel weg van het cervicale gebied, zodat de speekselklieren en de cervicale musculatuur worden blootgelegd. Verwijder vervolgens deze weefsels om de trachea bloot te leggen. Maak een incisie van three millimeter in de trachea en voer een pipet geladen met one milliliter bemonsteringsvloeistof in het lumen van de trachea in, gericht in kwartieren.

Spoel de bemonsteringsvloeistof langzaam drie keer door de trachea en in de longen. Trek vervolgens de bemonsteringsvloeistof terug en verwijder de pipet uit de trachea. Niet alle vloeistof zal terugkeren in de pipet.

Herhaal daarom het proces als er meer vloeistof nodig is. Voor testen bij muizen: om een neusaspiraat- of bronchiaal aspiraatmonster te nemen, wordt de nasofaryngeale ATU benaderd met gesteriliseerde scharen.

Doorfijn het temporomandibulaire gewricht en klap de onderkaak weg van de bovenkaak, zodat de nasofaryngeale opening vrijkomt om het neusaspiraat te verzamelen. Voeg een pipet gevuld met één milliliter bemonsteringsvloeistof in de nasofaryngeale opening van de muis, of het tracheale lumen van de rat. De pipet moet craniaal worden gericht en ingeschoven.

De tip maakt contact met het neuspalatum. Injecteer vervolgens langzaam de bemonsteringsvloeistof. Wanneer de vloeistof de neusholte binnendringt, vormen zich menisci bij de neusopening en moet de vloeistof ook zichtbaar zijn door het doorschijnende orale palatum.

Indien er echter vloeistof via de mond naar buiten komt, dient de pipet opnieuw te worden georiënteerd. Zodra de vloeistof volledig is geïnjecteerd, wordt de bemonsteringsvloeistof uit de neusholte in de pipet opgezogen, waarna de pipet wordt verwijderd. Begin vervolgens met het vastpakken van de trachea met een pincet en knip deze net boven het pincet door.

Trek vervolgens de trachea voorzichtig omhoog en knip de weefselverbindingen door totdat alle thoracale weefsels kunnen worden uitgesneden. Leg de longen nu plat op het werkoppervlak en knoop een stuk hechtmateriaal of touw losjes om de trachea. Trek de knoop niet aan, anders kunt u de naald niet in de trachea insteken.

Vul nu een spuit met fixatief en steek de naald in de opening van de trachea, terwijl u de trachea aan de naald vastzet. Vul de longen met behulp van een pincet langzaam met fixatief totdat ze volledig zijn opgeblazen. Het volume fixatief varieert afhankelijk van de leeftijd, het ras en de gezondheid van het dier.

Indien het weefsel onvoldoende is opgeblazen, zal het er plat uitzien; indien het te veel is opgeblazen, zal er schuimende vloeistof uit het weefsel sijpelen zodra het is gevuld. Trek in dat laatste geval het hechtmateriaal of het touw rond de trachea aan om terugstroom van het fixatief uit de longen te voorkomen. Plaats vervolgens de opgeblazen longen in het fixatief. Leg het karkas in buikligging op een schone dissectieplaat en gebruik een schaar en een pincet om de huid en spieren boven de calvaria te verwijderen.

Ontkop daarna het karkas met een klein schaartje. Steek het onderste blad in het foramen magnum en knip door de middellijn van de schedel met een opwaartse beweging. Leg nu de hersenen bloot met een pincet door de schedel open te trekken.

Als de patholoog er de voorkeur aan geeft om coupes van de hersenen te maken terwijl deze nog in de schedel zitten, plaats dan de schedel met de blootgestelde hersenen onmiddellijk in 10% NBF. Pak anders de kop rond de neus vast met een pincet of met de vingers en keer de schedel voorzichtig om, zodat de zwaartekracht helpt om het weefsel uit de schedel te laten vallen. Schuif een gebogen pincet voorzichtig langs de buitenrand van de hersenen, beginnend bij de olfactory lobes.

Schuif de pincet verder over de schedel richting het cerebellum, terwijl u met dezelfde pincet voorzichtig op de zenuwen knijpt. Wanneer de hersenen loslaten, plaatst u deze in het fixatief. Om de mesenteriale lymfeklieren te lokaliseren, zoekt u eerst het grote, comma-vormige caecum van de darm. De mesenteriale lymfeklieren zijn de gele ovale of sferische weefselklonten in het mesenterium grenzend aan het caecum.

Ze zijn vaak iets dikker en steviger van textuur dan het omringende mesenterium en vet. Een dissectiescoop kan in het begin nuttig zijn om weefsels te onderscheiden, maar met ervaring zal dit niet meer nodig zijn. Isoleer de mesenteriale lymfeklieren met een pincet en een schaar, en breng deze vervolgens over naar een bewaarbuisje voor gebruik bij kweek, PCR of histopathologie.

Na voltooiing van het protocol beschikt een patholoog of wetenschapper over het volgende: een schriftelijk rapport van de objectieve en subjectieve toestand bij euthanasie, een objectieve beschrijving van de weefsels voorafgaand aan de fixatie, alle belangrijkste abdominale en thoracale organen in fixatief, de hersenen en mesenteriale lymfeklieren, en monsters van neus- en bronchiaal aspiraat. Zodra de procedure onder de knie is, kan een beknopte necropsie minder dan 30 minuten in beslag nemen.

Tijdens het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om eraan te denken uw observaties over de conditie van het dier en de weefsels vast te leggen. Na het bekijken van deze video zou u een goed inzicht moeten hebben in het uitvoeren van een volledige necropsie bij knaagdieren, inclusief het verzamelen van geperfuseerde longen, mesenteriale lymfeklieren en de hersenen.