Het gebruik van Cystometry in kleine knaagdieren: Een studie van de blaas Chemosensation

Het doel van deze procedure is om de invloed van chemische verbindingen op de opslag- en mictiefuncties van de blaas te bepalen. Dit wordt bereikt door eerst een katheter in de blaas te implanteren. Na een korte herstelperiode wordt gedurende 30 minuten een controleoplossing via de katheter ingebrengen.

Terwijl de intravesicale druk en het uitgedreven volume gedurende nog eens 30 minuten worden geregistreerd, krijgt het dier een infusie van de betreffende verbinding. Uiteindelijk kunnen de resultaten aantonen hoe irriterende chemicaliën het mictiepatroon beïnvloeden via de analyse van de mictiefrequentie. Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden, zoals de registratie van de contractiliteit van de geïsoleerde blaas, is dat de functie van dit orgaan onder meer fysiologische omstandigheden kan worden bestudeerd.

Zo blijven bijvoorbeeld de regulerende acties van het centrale zenuwstelsel behouden. Een visuele demonstratie van deze methode is essentieel, aangezien de chirurgische stappen moeilijk aan te leren zijn vanwege de talrijke technische details en manoeuvres die nauwkeurig moeten worden uitgevoerd om het succes van het experiment te waarborgen. Om de buis voor te bereiden die in de blaas moet worden geïmplanteerd, snijdt u eerst een PE 50 buis op de gewenste lengte en plaatst u een klein wit stukje 18 gauge katheter over de hoofdkatheter.

Maak vervolgens een kleine manchet aan het uiteinde door één kant van de buis te vlammen en spoel deze met zoutoplossing om eventuele lucht te verwijderen. Breng nu anesthesie toe bij een vrouwelijke rat van 10 tot 12 weken oud met isofluoraan. Stel na het induceren van de anesthesie het onderhoudsniveau van het isofluoraan in.

Plaats het dier op de rug en breng een klein anesthesiemasker aan, vervaardigd uit een spuit van 10 cc. Na het scheren van de buik en het desinfecteren van de dermis kan worden voortgegaan met de chirurgische ingreep. De volgende operatie wordt op dezelfde wijze bij zowel ratten als muizen uitgevoerd.

Begin met het uitvoeren van een laparotomie in de lagere middenlijn om de blaas bloot te leggen. Vervolgens volgt het meest kritieke deel van de operatie. Plaats onder een chirurgische microscoop een purse-stringhechting in de blaaskoepel met niet-absorbeerbaar monofilaat 6-0 hechtmateriaal.

Voer vervolgens met een naald een kleine cystostomie uit binnen de purse-string hechting. Voer de PE 50-katheter met ballonnetje door dit gat in. Dunnere katheters, zoals PE 10, kunnen een hogere en meer variabele weerstand hebben en worden daarom niet aanbevolen.

Zet de purse-string hechting rond de tube vast met een chirurgische knoop. Trek vervolgens de katheter voorzichtig naar buiten tot de gemanchetteerde tip zich direct onder de hechting bevindt. Het stukje 18 gauge katheter wordt richting de hechting geduwd om lekkage te voorkomen.

Controleer op lekken tussen de katheter en de blaas met een voorzichtigige infusie van zoutoplossing. Dicht eventuele lekken af met aanvullende hechtingen.

Sluit nu de buikspieren met monofiele hechtdraden, waarbij een doorgang voor de katheter in het bovenste deel van de incisie wordt vrijgelaten. Tunnel de katheter naar de interscapulaire regio met behulp van een holle metalen staaf, om te voorkomen dat de dieren in de slang bijten. Na de operatie moet de metalen staaf onder de huid en boven de buik- en rugspieren worden geplaatst.

Duw de staaf subcutaan door het dier naar de interscapulaire regio. Voltooi de operatie door de buikspieren en de huid te sluiten met niet-absorbeerbare monofilament hechtningen. Het is nu zeer belangrijk om de doorgankelijkheid en stabiliteit van de geïmplanteerde katheter te controleren door deze door te spoelen met een zoutoplossing.

De infusieoplossing moet de blaas verlaten via de urethra. Nadat het analgeticum subcutaan is toegediend, wordt het externe uiteinde van de katheter afgesloten met een plastic folie en wordt de katheter vastgezet aan de huid van de onderrug van de rat. Laat het dier tot slot 30 minuten herstellen.

Zorg ervoor dat de instrumenten correct zijn gekalibreerd voordat u begint met de cytometrie. Plaats de rat in een metabole kooi boven een opvangbak met olie die op een digitale balans staat. De volgende stap is om de geïmplanteerde katheter via een luer-stubbels aan een driewegkraan te koppelen.

De aftapkraan dient te worden aangesloten op de druktransducer en een infusiepomp. De druktransducer is via een versterker verder verbonden met het gegevensacquisitiesysteem, en een computer die gebruikmaakt van publiek beschikbare software start de controlemetingen door de infusiepomp aan te zetten om zoutoplossing in de blaas te brengen. Gedurende een periode van 30 minuten wordt de metabole kooi boven een digitale balans opgehangen, die wordt gebruikt om het uitgescheiden volume van de rat te schatten.

De intravesicale druk wordt geregistreerd terwijl de blaas zich vult en leegt. In de volgende stap kunnen geneesmiddelen systemisch of intravesicaal worden toegediend gedurende een verdere periode van 30 minuten gegevensverzameling. Wanneer het experiment is voltooid, moet het dier worden geofferd.

Een typisch drukverloop van een rat laat zien dat er tijdens de vloeistofinfusie een langzame drukopbouw in de blaas plaatsvindt tot een bepaalde drempelwaarde is bereikt. Vervolgens trekt de blaas samen en opent de urinesfincter zich, waardoor de ingebrachte oplossing via de urethra kan passeren. Op deze wijze wordt de blaas geleegd.

De contractie zal stoppen en de druk zal weer dalen naar het basale niveau. Gegevens verzameld van een muis vertonen al dezezelfde kenmerken. Cytometrie werd gebruikt om de moleculaire doelwitten van mosterdolie of mo MO te identificeren; MO is een zeer reactieve verbinding die al lang wordt gebruikt in experimentele modellen van ontsteking en hyperalgesie van viscerale organen, zoals de urineblaas.

Zoals verwacht veroorzaakte een intravesicale infusie van 10 millimolaire MO een sterke afname van het contractie-interval bij wild-type muizen. Opvallend genoeg vertoonden muizen die deficiënt waren voor de MO-receptor TRPA1 een resultaat dat vergelijkbaar was met dat van wild-type muizen onder dezelfde omstandigheden. In contrast hiermee veroorzaakte MO een veel zwakkere verandering in de systemetrische parameters bij een TRPV1-knockoutmuis dan bij een wild-type muis; dubbele knock-outs van zowel TRPA1 als TRPV1 reageerden vrijwel niet op de MO-dosis.

De gegevens suggereren dat TRP V one een sleutelrol kan spelen bij viscerale irritatie geïnduceerd door MO. De gemiddelde onmiddellijke mictiefrequentie vóór en tijdens intravesicale infusie van MO ondersteunt deze gegevens. De gemiddelde frequentie is relatief ten opzichte van een infusie met zoutoplossing.

Tijdens het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om ervoor te zorgen dat de katheter stevig aan de blaas bevestigd blijft, zodat de infusie-oplossing niet in de buikholte lekt. Na het bekijken van deze video zou u een goed inzicht moeten hebben in het meten van de intravesicale druk, wat het implanteren van een katheter in de blaas en het plaatsen van wakke of geanestheseerde dieren op een cytometry-podium onder gecontroleerde blaasperfusie omvat.