22 juni 2012
Een methode om cultuur een endotheelcel monolaag het gehele inwendige oppervlak van een 3D microfluïdische apparaat met microvasculaire grootte kanalen (<30 pm) beschreven. Deze In vitro Capillairen model kan de studie van biofysische interacties tussen bloedcellen, endotheelcellen en oplosbaar factoren hematologische aandoeningen.
Het algemene doel van deze procedure is het creëren van een microfluïdisch apparaat dat is bekleed met endotheelcellen. Dit wordt bereikt door eerst de microfluïdische mal te fabriceren. De tweede stap is het creëren van het PDMS-kanaal.
Vervolgens worden de endotheelcellen in het apparaat gezaaid. De laatste stap is het kweken van de cellen binnen het apparaat. Uiteindelijk worden microfluïdische apparaten gecoat met endotheelcellen gebruikt om cel-celinteracties in vitro aan te tonen.
Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden is dat het de onderzoeker een nauwkeurige controle biedt over de biologische en biofysische omstandigheden en compatibel is met fluorescentiemicroscopie. Hoewel deze methode inzicht kan verschaffen in de biofysische cel-celinteracties bij hematologische aandoeningen, kan deze ook worden toegepast op fenomenen zoals leukocytenbiologie, kankermetastase en hematopoëtische stamcelbiologie. Over het algemeen zullen personen die nieuw zijn met deze methode moeite hebben, omdat de omstandigheden strikt gecontroleerd moeten worden voor een succesvolle celbevestiging.
Ter voorbereiding op de fabricage wordt een fotomasker gemaakt door een computer-aided design-afbeelding van het microfluïdische apparaat naar een externe maskerspecialist te sturen. Zodra het masker is ontvangen, bestaat dit uit een chroomlaag op soda-limeglas. Hier is de breedte van het microfluïdische kanaal 30 microns.
Om te beginnen met de fabricage van het microfluïdische apparaat, reinigt u een onbewerkte siliciumwafer gedurende 15 minuten met piranha-oplossing en spoelt u deze vervolgens 10 seconden af met gedeïoniseerd water. Dompel de siliciumwafer daarna 30 seconden onder in fluorwaterstofzuur en spoel deze ongeveer 10 seconden af met gedeïoniseerd water. Breng vervolgens met een spin-coater MicroChem SU-8 2025 fotolak aan op de wafer tot een hoogte van 30 microns bij een spinsnelheid van 3000 omwentelingen per minuut.
Plaats de met SU 8 20 25 gecoate wafer vijf minuten op een hotplate die is ingesteld op 95 °C om overtollig oplosmiddel te verdampen. Een oven wordt voor deze stap niet aanbevolen. Plaats nu het fotomasker over de wafer en exposeer deze aan UV-licht in een mask liner om de SU 8 20 25 fotoresist te crosslinken.
Plaats de wafer na het cross-linken nog eens vijf minuten op de warmteplaat bij 95 °C om de polymerisatie van SU 8 20 25 fotolak verder te versnellen. Dompel de wafer vervolgens gedurende vier minuten onder in SU 8-ontwikkelaar, die hoofdzakelijk bestaat uit P-G-M-E-A.
Hiermee wordt de niet gecrosslinkte SU 8 20 25 fotorezist verwijderd. Spoel de vers ontwikkelde wafer gedurende 10 seconden met 100% isopropylalcohol en droog deze vervolgens met gestikte stikstof, of door het oplosmiddel gedurende enkele minuten te laten verdampen van de wafer in een schone zuurkast. Plak nu de gedroogde wafer in het midden van de Petrischaal, waarbij u er zorg voor draagt dat de tape op de randen van de wafer wordt geplaatst.
Pipetteer tenslotte 500 µL sigma coat op de wafer. Sluit de petrischaal met het deksel en wals de schaal vervolgens om een volledige coating van de wafer te garanderen. Verwijder het deksel en laat de wafer enkele minuten drogen totdat al het oplosmiddel is verdampt.
Nadat het PDMS-polymeer en het uithardingsmiddel in een gewichtsverhouding van 10 op 1 zijn gemengd, worden luchtbellen gedurende enkele minuten tot een uur verwijderd met een vacuümdesiccator, afhankelijk van de sterkte van het beschikbare vacuümsysteem. Wanneer alle luchtbellen zijn verwijderd, wordt het mengsel in de schaal gegoten zodat de wafer en het oppervlak van de schaal bedekt zijn. Dit resulteert in een PDMS-laag met een dikte van ongeveer vijf millimeter.
Maak daarnaast een dun, kenmerkloos stuk PDMS van één millimeter dik. Laat het mengsel vervolgens een nacht uitharden in een oven op 60 °C. Gebruik de volgende dag een mes of scalpel om rond de wafer te snijden en meerdere PDMS-microfluïdische apparaten te verwijderen.
Snijd vervolgens het vel door om de individuele apparaten te isoleren. Snijd het PDMS-vel iets groter uit dan het microfluïdische apparaat. Gebruik nu een pincetklem zoals een Harris unicorn of een soortgelijk instrument om inlaat- en uitlaatgaten in het microfluïdische apparaat te maken.
Reinig vervolgens de oppervlakken van het microfluïdische apparaat en de vel met plakband. Gebruik daarna een plasmareiniger om de oppervlakken van het microfluïdische apparaat en de PDMS-vel 30 seconden lang bloot te stellen aan zuurstofplasma. Het zuurstofplasma creëert reactieve species op het blootgestelde oppervlak van de PDMS, die een binding vormen wanneer ze in fysiek contact worden gebracht.
Vul vervolgens een spuit van één milliliter, voorzien van een stomp-puntige naald van 20 gauge, met 50 microgram per milliliter fibronectine uit menselijk plasma in PBS en schuif vervolgens een stukje slang over de naald. Steek een stuk dunnere slang in het eerste stuk slang om een klemvasting tussen de twee slangstukken te creëren.
Bevestig vervolgens het andere uiteinde van het dunnere slangetje aan de inlaat van het microfluïdische apparaat. Oefen druk uit op de spuit om de kanalen volledig te vullen met de fibronectine-oplossing en om een kleine druppel van 100 microliter bij de uitlaatpoort te creëren, zodat de kanalen vochtig blijven. Incubeer het microfluïdische apparaat vervolgens in een bevochtigde incubator bij 37 °C gedurende 40 tot 60 minuten.
Koppel na de incubatie een nieuwe spuit gevuld met PBS aan de stompe naald. Oefen druk uit om het microfluïdische apparaat door te spoelen met PBS. Bereid 500.000 tot 2 miljoen menselijke navelstrengader-endotheelcellen (hve) per milliliter voor in endotheelgroeimedium met 8% dextran.
De toevoeging van dextran verhoogt de kans dat de cellen succesvol hechten en groeien binnen het microfluïdische apparaat. Vul een schone spuit, voorzien van een stomp naald en bredere slang, met de celsuspensie en sluit hier een langer stuk slang van ongeveer één meter aan. Het is cruciaal om ervoor te zorgen dat de slang stevig aansluit om lekkage tussen de verbindingen te voorkomen.
Spoel de slang door met de celoplossing en zorg ervoor dat er geen bellen aanwezig zijn in de spuit of in de slangen om de prestaties van het systeem te optimaliseren. Het is op dit punt cruciaal om te voorkomen dat er lekken ontstaan of dat er bellen in het systeem terechtkomen. Elke lekkage van de oplossing of de aanwezigheid van bellen in het medium zal de succesvolle hechting van endotheliale cellen beletten.
Zodra alle luchtbellen zijn verwijderd en de volledige lengte van de slang is gevuld met de cel-suspensie, wordt de spuit op de pomp geplaatst en het andere uiteinde aan de microfluïdische inlaat bevestigd. De spuitpomp wordt op dezelfde hoogte als het microfluïdische apparaat ingesteld. De lange slang wordt zorgvuldig opgerold in de incubator om ervoor te zorgen dat de cellen en het medium voldoende zijn opgewarmd voordat ze in contact komen met het apparaat.
Vervolgens wordt de celsuspensie in ons systeem gedurende twee uur bij 37 °C en 5% carbon dioxide in het microfluïdische apparaat geïnfuseerd met een volumetrische stroomsnelheid van 1,23 µL per minuut. De volumetrische stroomsnelheid van 1,23 µL per minuut komt overeen met een stroomsnelheid in het midden van één mm per seconde in de kleinste kanalen. Dit benadert een wandspanning van één dyne per cm² in die kanalen bij gebruik van volbloed.
Zodra de infusie van de celsuspensie is voltooid, dient dezelfde spuitpomp en lange slang met een grotere spuit te worden gebruikt om gedurende twee tot acht dagen vers groeimedium te infuseren met een snelheid van 1,23 µL per minuut. Wanneer de cellaag het gewenste confluentieniveau heeft bereikt, wordt er bloed of celsuspensie in het systeem geïnjecteerd voor experimentele doeleinden. Hier wordt het microfluidische apparaat getoond vóór de endotheelialisatie.
Het microfluïdische apparaat is gevuld met voedingskleurstof om de omvang, schaal en het algemene ontwerp van het apparaat te illustreren dat de fysiologie van de vasculatuur nabootst. Brightfield-microscopie toont de endothelialisatie van een microfluïdisch apparaat. Deze afbeelding is minder dan 48 uur na het zaaien verkregen volgens het beschreven protocol; de geoptimaliseerde perfusietechniek maakt het mogelijk dat endotheelcellen het gehele binnenoppervlak van het microfluïdische systeem confluent cultiveren.
Binnen 24 tot 48 uur na het uitzaaien van de cellen. Zoals te zien is op deze confocale afbeelding, benadert de microvasculaire tumor-on-a-chip met microkanalen de grootte van 30 micron van postcapillaire venulen, de plek waar de meeste microvasculaire obstructieve incidenten bij sikkelcelziekte optreden. In dit experiment wordt volbloed van gezonde patiënten onder gedeoxygeneerde omstandigheden in een microvasculatuur-on-a-chip-apparaat geïnfuseerd.
Deze film laat zien dat de stroom van volbloed in ons endotheel microfluïdische systeem regelmatig, soepel en continu is, zonder gebieden met obstructies in de microkanalen. Hier wordt volbloed van patiënten met sikkelcelziekte geïnfuseerd in een microvasculatuur-op-een-chip-apparaat. Onder gedeoxygeneerde omstandigheden zijn aanzienlijke veranderingen in de bloedstroom zichtbaar, waarbij volledige occlusies optreden in verschillende kanalen.
Tijdens het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om erop te letten dat er geen luchtbellen ontstaan bij het wisselen van de slangen. Het voltooide apparaat is compatibel met fluorescentiemicroscopie en kan worden aangepast voor traditionele fluorescentie-assays. Deze techniek maakt het voor experimentele hematologen mogelijk om experimenten uit te voeren met enkelvoudige cellen in een gecontroleerde biofysische en hemodynamische omgeving.
Geen luchtbellen.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Dit artikel beschrijft een methode om een endotheelmonolaag te kweken in een microfluïdisch apparaat met kanalen van microvasculaire grootte. Dit in vitro-model vergemakkelijkt de studie van interacties tussen bloedcellen, endotheelcellen en oplosbare factoren bij hematologische aandoeningen.
Dit geendothelieerd microfluïdisch platform vult een kritisch hiaat in het onderzoek naar hematologische ziekten door een nauwkeurige controle van microvasculaire hemodynamische en biofysische condities mogelijk te maken. Het biedt een reproduceerbaar in vitro systeem om pathogene cel-endotheelinteracties onder stroming te bestuderen, wat bijdraagt aan mechanistische risicovermindering bij targetvalidatie en assayontwikkeling. Het model verhoogt de voorspellende betrouwbaarheid voor hematologische therapeutische kandidaten door pathofysiologie op de schaal van postcapillaire venulen te repliceren, welke relevant is voor vaso-occlusieve crises.
De methode past binnen het ontdekkingscontinuüm, van het screenen van target-hypotheses tot preklinisch efficiëntieonderzoek, met name voor hematologische middelen die gericht zijn op microvasculaire adhesie of endotheliale activatie.