Zielona synteza nanocząsteczek magnezu z rodzimych neotropikalnych roślin sawanny do skalowalnych formuł nanofitokosmetycznych

Podsumowanie

Praca ta opisuje protokół do zielonej syntezy nanocząstek magnezu przy użyciu ekstraktu roślinnego Stryphnodendron adstringens , gatunku z rodzimej sawanny neotropikalnej, a następnie ich włączenie i ocenę w formulacji surowicy kosmetycznej.

Streszczenie

Niniejsze badanie opisuje protokół zielonej syntezy nanocząstek na bazie magnezu przy użyciu ekstraktów etanolowych z adstringenów Stryphnodendron, gatunku rośliny pochodzącego z neotropikalnej sawanny, oraz ich włączenie do formuł nanofitokosmetycznych. Procedura obejmuje zbieranie i przygotowanie materiału roślinnego, a następnie ekstrakcji etanolem, w której fitochemikalia działają jako środki redukcyjne i stabilizujące jony magnezu. Nanocząstki są syntetyzowane w kontrolowanych warunkach, z użyciem chlorku magnezu i ekstraktów roślinnych, co umożliwia przyjazny środowisku proces bez użycia toksycznych środków redukcyjnych. Właściwości nanocząstek charakteryzuje się za pomocą dynamicznego rozpraszania światła oraz mikroskopii siły atomowej w celu oceny rozkładu rozmiarów, morfologii i zachowania koloidalnego. Protokół opisuje ponadto włączenie syntetyzowanych nanocząstek do formuły surowicy kosmetycznej. Stabilność ocenia się w warunkach kontrolowanego przechowywania poprzez monitorowanie właściwości organoletycznych, pH i lepkości. Metoda ta zapewnia powtarzalne i zrównoważone podejście do produkcji roślinnych nanocząstek magnezu oraz oceny ich zastosowania w preparatach kosmetycznych.

Wprowadzenie

Fitogeograficzna domena Cerrado, która obejmuje największą neotropikalną formację sawanny w Ameryce Południowej, stanowi najbardziej bioróżnorodny region tropikalnej sawanny na świecie. Ten ekosystem kryje tysiące gatunków roślin bogatych w metabolity wtórne, takie jak flawonoidy, polifenole, terpeny i kwasy fenolowe, z których wiele wykazuje udokumentowane działanie antyoksydacyjne, przeciwzapalne i fotoprotekcyjne, interesujące dla przemysłu kosmetycznego i farmaceutycznego 1,2,3,4 . Fitochemikalia te są szeroko wykorzystywane jako wartościowe składniki aktywne w funkcjonalnych preparatach kosmetycznych. Oprócz aktywności biologicznej, grupy funkcyjne hydroksylu i karbonylu obecne w wielu polifenolach i flawonoidach umożliwiają im działanie jako naturalne środki redukujące i stabilizujące jony metali w roztworze ^5,6. Ta właściwość chemiczna jest coraz częściej badana w zielonej nanotechnologii do syntezy nanocząstek metali, co stanowi obiecującą i niedostatecznie wykorzystaną szansę na opracowanie zrównoważonych formuł kosmetycznych pochodzących z neotropikalnej bioróżnorodności 2,3,4,5,6.

Tradycyjnie nanocząstki (NP) powstawały metodą podejścia odgórnego, w którym materiały masowe rozkładano na nanocząstki za pomocą metod fizycznych, takich jak laserowa ablacja czy sputtering, oraz podejścia oddolne, gdzie NP budowane są z mniejszych jednostek przy użyciu dróg chemicznych lub biologicznych⁷. Chociaż metody chemiczne i fizyczne są skuteczne, często opierają się na toksycznych odczynnikach, wysokim zużyciu energii i złożonym sprzęcie. To doprowadziło do rozwoju podejść zielonej chemii, które kładą nacisk na zrównoważony rozwój, przyjazność dla środowiska i bezpieczeństwo w produkcji nanomateriałów⁶.

W tym kontekście zielona synteza NP zyskała znaczną uwagę. Zdolność fitochemikaliów roślinnych do jednoczesnego działania jako środki redukujące, stabilizujące i pokrywające, umożliwiając efektywną syntezę metali i tlenku metalu NP, w połączeniu z ograniczeniami konwencjonalnych metod, które wymagają specjalistycznego sprzętu, ekstremalnych warunków i generują toksyczne odpady, uzasadnia opracowanie protokołu zielonej syntezy działającego w umiarkowanych warunkach i jest skalowalna. i nie produkuje niebezpiecznych produktów^ubocznych 6,7,8,9. Wśród NP tlenku metalu badanych w tej strategii, nanocząstki magnezu (MgNP) oferują istotne przewagi nad nanocząstkami srebra (AgNP) i nanocząstkami tlenku cynku (ZnO NP), ponieważ MgNP nie wykazują tendencji do bioakumulacji, wykazują niższą cytotoksyczność w komórkach ludzkich i są uznawane przez Amerykańską Agencję ds. Żywności i Leków (FDA) za ogólnie bezpieczne substancje dla ludzi^{10, 11}. Dodatkowo, MgNP syntetyzowane z ekstraktów roślinnych Cerrado mają łączyć właściwości antyoksydacyjne i antybakteryjne magnezu z bioaktywnymi fitochemikaliami obecnymi w ekstrakcie, zwiększając tym samym ich kosmetyczną wartość funkcjonalną w porównaniu do konwencjonalnie syntetyzowanych^{odpowiedników 10}.

W przemyśle kosmetycznym zastosowanie nanotechnologii zrewolucjonizowało rozwój produktów, poprawiając dostarczanie, stabilność i skuteczność składników aktywnych¹¹. NP mogą przenikać głębiej w skórę, zapewniać kontrolowane uwalnianie i chronić wrażliwe związki przed degradacją, co czyni je bardzo cennymi w formułach skierowanych na starzenie się skóry, pigmentację, trądzik i ochronę przed słońcem¹⁰. Pomimo tych udokumentowanych zalet, zielona synteza MgNP wykorzystujących rodzime rośliny z sawann neotropikalnych jako środków redukcyjnych do zastosowań kosmetycznych pozostaje w dużej mierze niezbadana i brakuje jej standaryzacji metodologicznej. w przeciwieństwie do powszechnie zgłaszanych informacji o roślinach z Azji, Afryki i Europy 11,12,13,14. Większość istniejących badań poświęca ograniczoną uwagę włączeniu NP do funkcjonalnych formuł kosmetycznych oraz ich stabilności w warunkach kontrolowanego przechowywania 11,14,15. Obecny protokół pomaga wypełnić tę lukę metodologiczną, integrując w jednej, powtarzalnej metodologii zieloną syntezę MgNP z neotropikalnej flory, ich włączenie do nanofitokosmetycznej surowicy twarzy oraz kompleksową ocenę ich stabilności fizykochemicznej i funkcjonalnej.

Głównym celem tego protokołu jest opisanie standaryzowanej, powtarzalnej i skalowalnej metodologii zielonej syntezy MgNP z wykorzystą adstringenów Stryphnodendron, rośliny rodzimej dla sawann neotropikalnych Cerrado, jako czynnika redukującego i stabilizującego, wykorzystując tym samym jej wewnętrzne właściwości bioaktywne w formulacji surowicy twarzy. Rozwój MgNP syntetyzowanych z adstringenów S. do zastosowań miejscowych u ludzi stanowi nowatorską nanoformułę obecnie chronioną na podstawie brazylijskiego zgłoszenia patentowego (BR 10 2025 015416 1). Proponowany projekt eksperymentalny stanowi zrównoważone i biokompatybilne podejście do produkcji NP, unikające stosowania toksycznych środków redukcyjnych powszechnie stosowanych w konwencjonalnej syntezie NP, jednocześnie ułatwiając włączenie fitochemikaliów o potencjalnej aktywności biologicznej. Protokół ten jest szczególnie odpowiedni dla badaczy poszukujących przyjaznych środowisku metod wytwarzania nanocząsteczek do zastosowań kosmetycznych, farmaceutycznych lub biomedycznych, zwłaszcza gdy dostępne są ekstrakty roślinne bogate w flawonoidy i polifenole. Ponieważ związki te działają jako naturalne środki redukujące i stabilizujące, protokół ten można łatwo dostosować do innych gatunków roślin o podobnych profilach fitochemicznych, co pozwala na zastosowanie do rodzimej flory z różnych regionów biogeograficznych w oparciu o lokalną dostępność materiału roślinnego.

Protokół

1. Materiał roślinny

1. Wybór i dokumentacja
   1. Wybierz zdrowe rośliny S. adstringens rosnące w reprezentatywnych obszarach naturalnego środowiska w celu zbioru kory. Odnotuj miejsce poboru próbek, datę zbioru, współrzędne geograficzne z urządzenia GPS oraz lokalne warunki środowiskowe w czasie zbioru.
   2. Przeprowadź identyfikację botaniczną, korzystając ze specjalistycznej literatury taksonomicznej dotyczącej gatunków sawann neotropikalnych. Potwierdź identyfikację, konsultując się z wykwalifikowanym taksonomem¹⁷.
   3. Zbierz i oddziel reprezentatywny materiał roślinny do dokumentacji zielnikowej, obejmujący struktury wegetatywne i generatywne (np. liście, kwiaty, owoce i małe gałązki).
      UWAGA: Materiał do zielnika zbieraj oddzielnie od kory wykorzystywanej w procedurach eksperymentalnych. Materiał roślinny prasuj i susz zgodnie ze standardowymi technikami zielnikowymi, przygotuj egzemplarze voucherowe i zdeponuj je w uznanym zielniku, aby zapewnić możliwość identyfikacji źródła.
2. Zbiór kory
   1. Zbierz korę z pnia drzewa S. adstringens w fazach BBCH (Biologische Bundesanstalt, Bundessortenamt, and Chemische Industrie) 31–39, odpowiadających fazie wzrostu wegetatywnego, zgodnie z opisem w poprzednich badaniach fenologicznych^16,17.
      UWAGA: Przechowuj zebrany materiał w ciemnej torbie, aby zapobiec degradacji metabolitów wtórnych.
3. Wyznaczanie wilgotności
   1. Zważ próbki kory za pomocą wagi analitycznej. Podziel materiał na trzy powtórzenia i zapisz wagi początkowe.
   2. Umieść próbki kory w suszarce w temperaturze 105 °C. Susz próbki do osiągnięcia stałej masy.
      UWAGA: Stałą masę uznaje się za osiągniętą, gdy dwa kolejne pomiary różnią się nie więcej niż o 1 mg, co wskazuje na całkowite usunięcie wilgoci.
   3. Wyjmij próbki z suszarki, poczekaj, aż ostygną do temperatury pokojowej, i zapisz masę końcową. Oblicz zawartość wody i suchej masy, korzystając z następujących równań:
      
      Sucha masa (%) = 100 - Wilgotność (%)
      Gdzie:
      W1 = masa pustego naczynia
      W2 = masa naczynia + próbki przed suszeniem
      W3 = masa naczynia + próbki po suszeniu

2. Przygotowanie ekstraktu

UWAGA: Wszystkie procedury z wykorzystaniem materiałów niebezpiecznych były przeprowadzane zgodnie z międzynarodowo uznanymi wytycznymi dotyczącymi bezpieczeństwa chemicznego¹⁸.

1. Świeżo zebraną korę opłukać pod bieżącą wodą, aby usunąć glebę, kurz i zanieczyszczenia powierzchniowe.
2. Próbki kory umieścić w suszarce w temperaturze 36 °C na 72 h. Wysuszoną korę zmielić w młynku nożowym do uzyskania drobnego proszku.
3. Odważyć 200 g sproszkowanej kory i przenieść do kolby Erlenmeyera. Dodać 1000 mL 98% etanolu.
   UWAGA: Etanol jest łatwopalny. Należy go używać z dala od źródeł zapłonu i pracować w dobrze wentylowanym pomieszczeniu.
4. Kolbę szczelnie zamknąć i przechowywać w temperaturze pokojowej przez 72 h, chroniąc przed światłem. Mieszaninę wstrząsać raz na 24 h.
5. Ekstrakt przefiltrować najpierw przez metalowe sito, a następnie przez watę przy użyciu lejka, aby usunąć pozostałe zanieczyszczenia.

3. Ocena aktywności przeciwutleniającej

1. Przygotuj 100 mM roztwór DPPH (2,2-difenyl-1-pikrylohydrazylu) w metanolu.
   OSTRZEŻENIE: Metanol jest toksyczny i wysoce łatwopalny. Należy z nim pracować w dygestorium i używać odpowiednich środków ochrony osobistej. DPPH jest substancją drażniącą i może być szkodliwy w przypadku wdychania lub połknięcia. Należy unikać bezpośredniego kontaktu i inhalacji.
   UWAGA: Chroń roztwór przed światłem, przeprowadzając analizę w warunkach niskiego oświetlenia; zachowaj ostrożność podczas pracy z metanolem i DPPH, zawsze używając rękawic.
2. Rozcieńcz etanolowy ekstrakt z kory S. adstringens w metanolu, aby uzyskać stężenia w zakresie od 0,1% do 5% (v/v). Przygotuj roztwory witaminy C o tych samych stężeniach jako kontrolę pozytywną.
3. Odważ 100 µL roztworu DPPH do każdego dołka płytki 96-dołkowej.
4. Dodaj 50 µL ekstraktu lub roztworu witaminy C do każdego dołka.
   UWAGA: Jako kontrolę negatywną zastosuj DPPH + metanol, a jako próbę ślepą sam metanol. Wszystkie pomiary wykonaj w czterech powtórzeniach.
5. Inkubuj płytkę przez 30 min w temperaturze pokojowej w ciemności.
6. Zmierz absorbancję przy 515 nm za pomocą spektrofotometru.
7. Oblicz aktywność neutralizacji rodników, korzystając z poniższego równania:
   
   Gdzie:
   ABS kontrol = absorbancja DPPH + metanol
   ABS próbka = absorbancja DPPH + ekstrakt

4. Analiza żywotności komórek

1. Hodować normalne ludzkie fibroblasty skóry (NHDF) w pożywce RPMI-1640 uzupełnionej o 10% płodowej surowicy bydlęcej oraz 1% penicyliny i streptomycyny. Utrzymywać komórki w temperaturze 37 °C przy 5% CO₂.
2. Wysiać komórki na płytki 96-dołkowe w zagęszczeniu 3 × 10⁴ komórek/dołek i inkubować przez 24 h.
3. Wymienić pożywkę na 100 µL świeżej pożywki i dodać 50 µL roztworu ekstraktu. Inkubować przez 24 h.
4. Usunąć pożywkę i dodać 10 µL roztworu MTT do każdego dołka. Inkubować przez 4 h, aby umożliwić tworzenie się formazanu.
   OSTRZEŻENIE: Odczynnik MTT jest toksyczny i należy go obchodzić w rękawiczkach oraz przy użyciu odpowiedniego sprzętu ochronnego. Unikać kontaktu ze skórą i oczami.
5. Dodać 60 µL roztworu solubilizującego (HCl w izopropanolu), aby rozpuścić kryształy.
   OSTRZEŻENIE: Kwas solny jest żrący i może powodować ciężkie oparzenia. Przechowywać i stosować przy użyciu odpowiedniego sprzętu ochronnego, pracując pod wyciągiem. Izopropanol jest łatwopalny i należy go używać z dala od źródeł zapłonu w dobrze wentylowanym pomieszczeniu.
6. Zmierzyć absorbancję przy 540 nm za pomocą spektrofotometru.
   UWAGA: Testy żywotności komórek przeprowadzono z grupami kontrolnymi traktowanymi i nietraktowanymi, przy czym każda warunek analizowano w czterech powtórzeniach (quadruplicate).
7. Obliczyć żywotność komórek według wzoru:
   Żywotność komórek (%) = (ABS ekstraktu z próbki/ABS kontroli komórkowej) x 100
   Gdzie:
   ABS kontroli komórkowej = absorbancja nietraktowanych dołków kontrolnych zawierających wyłącznie komórki i pożywkę hodowlaną.
   ABS ekstraktu z próbki = absorbancja dołków zawierających komórki traktowane ekstraktem roślinnym.

5. Zielona synteza nanocząsteczek magnezu

1. Do sterylnej probówki reakcyjnej dodać 9890 µL wody destylowanej.
2. Dodać 100 µL ekstraktu roślinnego.
3. Dodać 10 µL 1 M MgCl₂, aby uzyskać stężenie końcowe 10 mM.
   OSTRZEŻENIE: Chlorek magnezu może powodować podrażnienia. Należy posługiwać się odpowiednim sprzętem ochronnym i unikać kontaktu z oczami oraz skórą.
   UWAGA: Podstawowa reakcja składa się z 1% (v/v) ekstraktu + 10 mM MgCl₂ w całkowitej objętości 10 mL. W celu optymalizacji powstawania NP można dostosować stężenie ekstraktu, zachowując objętość końcową i stężenie MgCl₂.
4. Wymieszać dokładnie, aby uhomogenizować roztwór.
5. Inkubować w temperaturze 75 °C przez 18 h.
   OSTRZEŻENIE: Wysokie temperatury mogą powodować oparzenia. Podczas pracy z podgrzanymi próbkami należy stosować odpowiedni sprzęt ochronny.
   UWAGA: Zmiana koloru może wskazywać na powstawanie nanocząstek.
6. Pozostawić mieszaninę do ostygnięcia do temperatury pokojowej przed przeprowadzeniem charakterystyki.

6. Charakterystyka nanocząsteczek

1. Dynamiczne rozpraszanie światła (DLS)
   1. Przenieść ~750 µL zawiesiny nanocząsteczek do kuwety pomiarowej.
   2. Umieścić kuwetę w urządzeniu i przeprowadzić pomiary w temperaturze 25 °C.
   3. Pozyskać dane dotyczące wielkości cząstek, stosując odpowiedni tryb detekcji.
   4. Przeanalizować każdą próbkę w trzech powtórzeniach, wykonując po pięć pomiarów w każdej serii.
2. Mikroskopia sił atomowych (AFM)
   1. Nanieść 10 µL zawiesiny nanocząsteczek na świeżo rozłupaną mikę.
   2. Osuszyć próbkę w eksykatorze przez 2 h.
   3. Delikatnie przepłukać arkusz miki trzy razy, używając po 20 µL filtrowanej wody destylowanej. Ponownie umieścić próbkę w eksykatorze i pozostawić do wyschnięcia w temperaturze pokojowej przez kolejne 2 h.
      UWAGA: Płukanie usuwa nadmiar soli i poprawia jakość obrazu.
   4. Skonfigurować mikroskop sił atomowych, wykonując ustawienia urządzenia i wyrównanie lasera zgodnie z instrukcjami producenta. Pozyskać obrazy powierzchni nanocząsteczek z obszarem skanowania 500 × 500 nm.
      UWAGA: AFM jest wykorzystywane do jakościowej oceny chropowatości powierzchni oraz wizualizacji cech morfologicznych MgNPs zsyntetyzowanych z S. adstringens, co pozwala na generowanie wysokorozdzielczych trójwymiarowych obrazów powierzchni.

7. Formułowanie nanofitokosmetyku

1. Faza grzana
   1. Odważyć 29,7 g oczyszczonej wody, 0,50 g hydroksyetylocelulozy (HEC) oraz 3 g gliceryny do oddzielnych naczyń.
   2. Wodę umieścić w mieszadle magnetycznym i podgrzać do 70–75 °C przy łagodnym mieszaniu.
   3. Stopniowo dodawać HEC do podgrzanej wody podczas mieszania, aby uniknąć powstawania grudek.
      UWAGA: Hydratacja może zająć od 15 do 30 min.
   4. Dodać glicerynę i mieszać do uzyskania homogenicznej mieszaniny.
2. Faza chłodzenia
   1. W oddzielnych zlewkach odważyć 30 g oczyszczonej wody, 3 g nikotynamidu, 33,3 g MgNPs zsyntetyzowanych z S. adstringens, 0,3 g niskocząsteczkowego kwasu hialuronowego oraz 0,2 g alkoholu benzylowego i kwasu dehydrooctowego, aby przygotować fazę chłodzenia.
   2. Całkowicie rozpuścić nikotynamid w wodzie w temperaturze pokojowej.
   3. Dodać kwas hialuronowy i mieszać do uzyskania jednolitej konsystencji.
   4. Dodać MgNPs z S. adstringens i delikatnie wymieszać.
   5. Dodać konserwant i wymieszać.
3. Mieszanie
   1. Schłodzić fazę grzaną do około 40 °C.
   2. Powoli dodawać fazę chłodzenia do fazy grzanej podczas mieszania.
   3. Zmierzyć pH formulacji. Dla serum zawierających nikotynamid odpowiednie pH docelowe wynosi 5,0–6,5.
      UWAGA: Nikotynamid jest stabilny przy pH od obojętnego do lekko kwaśnego. W razie potrzeby użyć niewielkich ilości kwasu cytrynowego lub wodorotlenku sodu w celu regulacji pH.

8. Ocena stabilności kosmetyku

1. Wstępna stabilność (12 dni)
   1. Przygotować cztery powtórne próbki serum kosmetycznego w szczelnych pojemnikach.
   2. Próbki poddać sześciu następującym po sobie cyklom zamrażania i rozmrażania. Przechowywać próbki w temperaturze 50 °C przez 24 h, a następnie w temperaturze −5 °C przez 24 h, kończąc jeden pełny cykl co 48 h.
   3. Po każdym cyklu odnotować cechy organoleptyczne, przeprowadzając inspekcję wizualną formulacji pod kątem zmian wyglądu, koloru, zapachu oraz separacji faz.
   4. Zmierzyć pH czterech próbek w temperaturze pokojowej, używając skalibrowanego cyfrowego pH-metru. Wyznaczyć lepkość za pomocą wiskozymetru rotacyjnego zgodnie z instrukcją producenta urządzenia.
      UWAGA: Odchylenia ≤10% są dopuszczalne. Zmiany przekraczające ten próg mogą wskazywać na niestabilność formulacji i wymagają dalszych badań. Jeśli formulacja przejdzie badanie wstępne, należy przeprowadzić przyspieszoną próbę stabilności.
2. Przyspieszona stabilność (90 dni)
   1. Przygotować osiem próbek formulacji kosmetycznej. Przechowywać cztery próbki w temperaturze 50 °C oraz cztery próbki w temperaturze 4 °C.
   2. Przeprowadzić ocenę w dniach: 0, 1, 7, 15, 30, 60 i 90.
   3. Ocenić i odnotować cechy organoleptyczne, przeprowadzając inspekcję wizualną formulacji pod kątem zmian wyglądu, koloru, zapachu oraz separacji faz.
   4. Zmierzyć pH próbek w temperaturze pokojowej, używając skalibrowanego cyfrowego pH-metru. Wyznaczyć lepkość za pomocą wiskozymetru rotacyjnego zgodnie z instrukcją producenta urządzenia.
      UWAGA: Ocena stabilności została przeprowadzona zgodnie z wytycznymi opracowanymi przez brazylijską agencję nadzoru sanitarnego (Brazilian Health Surveillance Agency)¹⁹. W Stanach Zjednoczonych testy stabilności są zgodne z zaleceniami FDA²⁰. W Unii Europejskiej ocena stabilności jest zgodna z rozporządzeniem (WE) nr 1223/2009²¹, które nakłada obowiązek dołączenia Raportu Bezpieczeństwa Produktu Kosmetycznego (CPSR). Załącznik I do tego rozporządzenia wymaga udokumentowanych danych dotyczących stabilności w celu potwierdzenia bezpieczeństwa i okresu trwałości formulacji kosmetycznej, przy czym badania są zazwyczaj przeprowadzane zgodnie z harmonizowaną normą ISO/TR 18811:2018²², "Guidelines on stability testing of cosmetic products”.

Wyniki

Proces suszenia kory roślinnej jest kluczowym etapem w zachowaniu związków bioaktywnych i zapewnieniu ich przydatności w przemyśle spożywczym, farmaceutycznym i kosmeceutycznym. Z kolei niewłaściwe suszenie może prowadzić do nadmiernego ciemnienia, utraty aromatu, kontaminacji mikrobiologicznej oraz degradacji związków bioaktywnych, co obniża jakość surowej kory. Tabela 1 podsumowuje kryteria służące do rozróżnienia prawidłowo i nieprawidłowo wysuszonego materiału roślinnego.

...

Dyskusja

Przedstawiony tutaj protokół opisuje powtarzalny sposób pracy dla zielonej syntezy MgNP z wykorzystaniem ekstraktu S. adstringens oraz ich włączenia do formuły surowicy nanofitokosmetycznej. Kilka kroków jest niezbędnych, aby zapewnić wiarygodne rezultaty. Po pierwsze, zbieranie i dokumentacja materiału roślinnego musi być starannie ustandaryzowana, w tym dokładne rejestrowanie współrzędnych geograficznych, warunków środowiskowych i stadium fenologicznego, ponieważ zmienność fizjologii rośliny i wtórnej zawartoś...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Płyty z 96 dołami	Sigma-Aldrich	M0812	Testy komórkowe
Benzylalkohol i Kwas dehydrooctowy	Sigma-Aldrich	1,09,626	Konserwant
Rurki wirówkowe (15 mL / 50 mL)	Sokół (Corning)	430766	Obsługa próbek
Kwas cytrynowy	Sigma-Aldrich	C0759	Regulacja pH
Inkubator CO2	ThermoFisher Scientific	3110	Inkubator CO2 stosowany do hodowli komórek
Materiał do filtrów bawełnianych	Lokalny dostawca	LH R/260	Filtracja
Suszarka	merck	BAF424002141	Suszenie
DPPH (2,2-difenyl-1-pikrylhydrazyl)	Sigma-Aldrich	D9132	Badanie antyoksydacyjne
Suszarka	NovaÉ tica	400/5NDR	Piec do suszenia materiału roślinnego
Łatwy piekarnik	SolidSteel	SSE-85L	Piekarnik używany do testów stabilności kosmetycznej
Kolby Erlenmeyera 1000 mL	PRACA SAMOWIDRYCZNA	76200B01000	Ekstrakcja
Etanol (98%)	Dinamica-Quimica contemporanea	S.10.0051.015.36	Rozpuszczalnik ekstrakcyjny
Serum bydła płodu (FBS)	Gibco (Thermo Fisher)	ES-009-C	Suplementacja
Zamrażarka	Gelopar	GTPC-575	Zamrażarka używana do testów stabilności
Gliceryna	Bottica botanika	TBV084.003904.086	Nawilżacz
Kwas hialuronowy (niskiej masy cząsteczkowej)	Bottica botanika	J201220136	Środek nawadniający
Kwas solny (HCl)	Sigma-Aldrich	1,00,317	Rozpuszczalność MTT
Hydroksyetyloceluloza (HEC)	Bottica botanika	AH230641697	Zagęszczacz
Izopropanol	Sigma-Aldrich	100995	Rozpuszczalność MTT
Młyn noży	7LAB	920Willye 4& razy; 4 Ostrza	Mielenie liści, korzeni, nasion i bulw
Chlorek magnezu (MgCl2)	Sigma-Aldrich	1,01,872	Synteza nanocząstek
mieszadło magnetyczne– Płyta grzewcza	IKA	5030000	Miksowanie
Metanol	Sigma-Aldrich	900641	Badanie DPPH
Arkusze miki	ThermoFisher Scientific	NC9655733	Przygotowanie do AFM
Czytnik mikropłyt	ThermoFisher Scientific	Multiskan GO 1510-03581	Czytnik mikropłyt
Odczynnik MTT	Sigma-Aldrich	CT01-5	Badanie żywotności komórki
Komórki NHDF	BCRJ	0089	Ludzkie fibroblasty skórne
Niacynamid	Bottica botanika	211847	Składnik aktywny
Piekarnik	Termo Scientific	PR305225M	Suszenie
Penicylina– Streptomycyna	Gibco (Thermo Fisher)	15140122	Antybiotyk
pHmeter	Digimed	DM-220	Stosowany do monotorowania pH w testach stabilności
Pipety i wskazówki	Eppendorf	30078551	Obsługa cieczy
Woda oczyszczona / destylowana	Merck (Milli-Q)	ZIX7010T0C	Ogólne zastosowanie
Lodówka	Metalfrio	VB40W	Lodówka używana do testów stabilności
Wiskometr obrotowy	Novotest	VISC-5SA	Wykorzystywane do pomiaru widoczności w testach stabilności
RPMI-1640 średni	Gibco (Thermo Fisher)	11875093	Hodowla komórkowa
Skala	BEL Inżynieria	HPBG-2285	Waga do ważenia materiałów
Mikroskop sondowy skanujący	SHIMADZU	SPM-9700HT	AFM, mikroskop sondowy skanujący
Wodorotlenek sodu (NaOH)	Dinamica-Quimica contemporanea	P.10.0594.024.00	Regulacja pH
Spektrofotometr	ThermoFisher Scientific	A51119700C	Absorpcja
Witamina C (kwas askorbinowy)	Sigma-Aldrich	PHR1008	Kontrola dodatnia
Zetasizer Pro	Malvern Panalytical	Zetasizer Pro	Dla dynamicznego rozpraszania światła i rozmiaru zety