Artykuł metodologiczny

Wiarygodne stworzenie modelu tętniaka tętnicy brzusznej u myszy przy użyciu uczulenia na elastynę i peryvaskularnej elastazy

DOI:

10.3791/72015

⸱

26 czerwca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, Department of Surgery, Indiana University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół zapewnia powtarzalną i niezawodną metodę wywoływania tętniaków tętnicy brzusznej (TTB) u myszy C57BL/6 przy użyciu uczulenia elastyny i przynaczynowego stosowania elastazy, jako model TTB, który obejmuje komponent uczulenia immunologicznego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Degradacja matrycy laminarnej sprężystej w ścianie tętniaka tętnicy brzusznej jest cechą histopatologiczną tętniaków tętnicy brzusznej (TTB). Rosnące dowody implikują degradację elastyny i powiązane reakcje odpornościowe gospodarza w patogenezie TTB. Skuteczne modelowanie tych procesów jest ważne dla poprawy rozumienia i leczenia tej powszechnej choroby. Podczas gdy poprzednie modele TTB stosowały techniki zakłócające elastynę do indukcji tętniaków, pojedyncze użycie elastazy w wielu z tych modeli nie uwzględnia trwającej reakcji odpornościowej przeciwko elastynie i jej produktom degradacji (PED). Aby zamodelować tę trwającą reakcję odpornościową, opracowałeśśmy model, który uczulał myszy C57BL/6 na PED poprzez podanie podskórne PED 7 dni przed zabiegiem indukcji tętniaka. Zabieg indukcji tętniaka przebiega z ekspozycją tętnicy brzusznej i nałożeniem miejscowego elastazy w przestrzeni okołoaortalnej, w celu ekspozycji elastyny i PED na tętnicy myszy. Przy tych eksponowanych mojetach, zwierzę powinno wywołać reakcję odpornościową przeciwko tym antygenom, na które zostało wcześniej uczulone. Powtórzone “boosterowe” wstrzyknięcie PED 7 dni później służy propagacji tej reakcji odpornościowej. W niniejszym opracowaniu opisano protokół niezawodnego tworzenia TTB u myszy C57BL/6 poprzez wielokrotne uczulenia na PED, poprzedzone zabiegiem indukcji TTB z miejscowym stosowaniem elastazy. Ten model można stworzyć szybko i po umiarkowanych kosztach, indukując jednocześnie >30% rozszerzenie aorty u 82% myszy według pomiaru wideo i 73% według pomiaru ultradźwiękowego, oraz >50% rozszerzenie u 64% według pomiaru wideo i 27% według pomiaru ultradźwiękowego, zmierzonego w 21. dniu po zabiegu indukcji. Ta technika wiąże się również z 95% wskaźnikiem przeżycia w trakcie zabiegu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętniak tętnicy brzusznej (AAA) dotyczy >35 milionów ludzi na całym świecie i 4–8% mężczyzn w wieku 65-801,2. Pęknięcie, najbardziej niszczycielska komplikacja AAA, zazwyczaj występuje, gdy naprężenie mechaniczne ściany tętniaka przekracza wytrzymałość tkanki aorty, prowadząc do masywnego krwotoku i ogólnej śmiertelności wynoszącej 80−90%3,4. Obecne leczenie ma na celu zapobieganie, z wykorzystaniem badań ultrasonograficznych osób z wysokim ryzykiem i naprawa chirurgiczna, gdy ryzyko pęknięcia przekracza ryzyko naprawy, zazwyczaj przy 5.5 cm średnicy5. Jednak większość AAA jest beobjawowa, a wiele jest diagnozowanych przypadkowo6. W związku z tym, należy podjąć wysiłki w celu zidentyfikowania pacjentów z wysokim ryzykiem i opracowania niechirurgicznych metod leczenia, aby zmniejszyć wzrost AAA, a zatem ryzyko pęknięcia.

Aby opracować leczenie medyczne dla AAA, patogeneza musi być lepiej zrozumiana. Obecnie stosuje się kilka modeli eksperymentalnych, w tym modele małych zwierząt wykorzystujące infuzję angiotensyny II7, ksenotransplantację8, aplikację chlorku wapnia9, oraz infuzję10 i/lub miejscowe stosowanie elastazy11. Każdy z tych modeli opiera się na innym rozumieniu patologicznej podstawy AAA i większość z nich została zmodyfikowana, ulepszona lub połączona z innymi metodami od początku.

Ważne jest, że histologia AAA pokazuje utratę normalnej blaszkowej matrycy elastynowej, co jest również obserwowane w tkankach płuc w przewlekłej obturacyjnej chorobie płuc12,13. Degradacja elastyny poprzez aktywność metaloproteazy macierzy pozaukładowej stanowi ważne połączenie między patogenezą AAA a paleniem, najważniejszym modyfikowalnym czynnikiem ryzyka powstawania AAA12,14. Należy zauważyć, że zmniejszona elastynowość aorty, rozerwanie włókien elastynowych i zwiększenie krążących peptydów elastynowych są obserwowane w ludzkim AAA i są związane ze zwiększoną rozciągliwością ściany AAA15,16. Dlatego stymulacja degradacji elastyny jest kluczowa w tworzeniu modelu AAA przekładalnego na praktykę. Istniejące modele AAA, które polegają na degradacji elastyny, choć skuteczne, mogą być komplikowane przez wysokie wskaźniki śmiertelności zwierząt, szczególnie w modelach, które wykorzystują kanulację aorty17, oraz niekonsekwentne tworzenie się tętniaków, szczególnie w modelach, które polegają wyłącznie na miejscowym stosowaniu elastazy18. Co więcej, wszystkie modele polegające na indukcji chirurgicznej są podatne na krzywą uczenia się operatora i różnice techniczne.

Aby rozwiązać te problemy, wykorzystujemy odpowiedź immunologiczną żywiciela do uczulania zwierząt na elastynę poprzez wstrzyknięcie produktów degradacji elastyny (EDP). Tydzień później, indukcja tętniaka odbywa się w zstandaryzowany sposób krokowy, z wykorzystaniem miejscowego stosowania elastazy wokół aorty, aby stworzyć frakcje EDP dla uczulonego organizmu, który aktywuje odpowiedź immunologiczną przeciwko nim. Następnie, "doładowanie" uczulenia na EDP, tydzień po indukcji chirurgii, zapewnia, że odpowiedź immunologiczna organizmu trwa. Powtarzające się uczulenie immunologiczne umożliwia niezawodne rozszerzenie aorty. Wykorzystujemy model AAA u myszy ze względu na niższy koszt, łatwość utrzymania, szybki rozwój choroby i spójność techniczną.

Ten model nie prowadzi niezawodnie do pęknięcia aorty i dlatego nie jest przeznaczony do badania czynników związanych z pęknięciem AAA. Jednak ten model niezawodnie powoduje postępujące rozszerzenie aorty do 21 dni po indukcji chirurgii. Jako taki, model ten jest najlepiej przystosowany do badania metod terapeutycznych, które mogą zmniejszyć lub odwrócić rozszerzenie aorty w trakcie tworzenia się tętniaka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Obrazowanie ultradźwiękowe

  1. Przygotowanie myszy
    1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej do znieczulenia.
    2. Podawaj wziewnie izofluran w stężeniu 1,8−2% oraz tlen, aż mysz zostanie znieczulona. Upewnij się, że kanistry z gazem anestetycznym są podłączone do aparatu do znieczulenia, aby ograniczyć ekspozycję operatora na lotne środki anestetyczne podczas stosowania izofluranu.
    3. Umieść mysz w pozycji grzbietowej na stole podgrzanym do 37 °C, z nosem myszy umieszczonym w masce do znieczulenia.
    4. Przymocuj kończyny tylne do stołu za pomocą taśmy etykietowej.
    5. Nanieś środek do usuwania owłosienia na brzuch za pomocą aplikatora z bawełnianym końcem i odczekaj 30 sekund.
    6. Usuń włosy z brzucha, używając gazy bawełnianej o wymiarach 5 cm x 5 cm.
    7. Nanieś podgrzany żel do badań USG na brzuch myszy.
  2. Umieść głowicę ultradźwiękową 38 MHz na brzuchu i zidentyfikuj obręcz miedniczną.
  3. Zidentyfikuj aortę jako rurkowatą strukturę w linii środkowej, która jest nieściśliwa przy umiarkowanym nacisku skierowanym tylnie wywieranym przez głowicę USG.
    UWAGA: Dolna żyła główna (IVC) będzie widoczna jako struktura światłowata po prawej stronie aorty u myszy i jest ściśliwa przy umiarkowanym nacisku skierowanym tylnie wywieranym przez głowicę USG.
  4. Zmierz średnicę przednio-tylną aorty brzusznej tuż głowowo względem miejsca rozwidlenia.
  5. Przesuń głowicę proksymalnie wzdłuż aorty i zidentyfikuj lewą żyłę nerkową przecinającą aortę od przodu i wprowadzającą się do IVC.
  6. Zmierz średnicę przednio-tylną aorty brzusznej tuż ogonowo względem miejsca, w którym lewa żyła nerkowa przecina aortę brzuszną od przodu.
  7. Przesuń głowicę proksymalnie i zidentyfikuj przeponę.
    UWAGA: Przeponę można zidentyfikować jako hiperechogeniczny pas tuż głowowo względem wątroby.
  8. Zmierz średnicę przednio-tylną aorty brzusznej tuż ogonowo względem punktu, w którym wchodzi ona do jamy brzusznej.
  9. Umieść mysz w klatce lub w koszyku rekonwalescencyjnym wyłożonym ręcznikami i ustawionym na stole podgrzanym do 37 °C.
  10. Monitoruj mysz, aż wybudzi się z narkozy.

2. Wstępna sensytyzacja elastyną

  1. Przygotować produkty degradacji elastyny (EDP), używając środków ochrony osobistej, w tym rękawiczek, ochrony oczu i maseczek.
    UWAGA: Mysia elastaza trzustkowa, elastyna, końcówki do pipet i probówki do mikrowirówki są otrzymywane jako produkty sterylne. PBS jest autoklawowany w celu zapewnienia sterylności. Produkty EDP są przygotowywane w komorze z laminarnym przepływem powietrza.
    1. Przygotować roztwór mysiej elastazy trzustkowej w zawiesinie PBS w stężeniu 0,475 units/mL (4,75 units/mg białka).
    2. Odpipetować 168 μL elastazy i dodać do 5 mg mysiej elastyny. Do mieszaniny dodać kolejne 200 μL 1X soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS), a następnie wymieszać za pomocą pipety.
    3. Inkubować mieszaninę elastazy i elastyny w temperaturze 37 °C przez 20 minut, stosując okresowe delikatne wytrząsanie.
    4. Dodać 632 μL zimnego 1X PBS do mieszaniny elastazy i elastyny.
    5. Dodać 1 mL pełnego adiuwanty Freunda.
  2. Umieścić mysz w komorze do indukcji znieczulenia.
  3. Podawać wziewnie isofluran w stężeniu 1,8−2% wraz z tlenem, aż do znieczulenia myszy.
  4. Umieścić mysz w pozycji brzusznej na podgrzewanym do 37 °C stole, z nosem myszy umieszczonym w stożku anestezjologicznym.
  5. Wstrzyknąć podskórnie 50 μL EDP w każdy bok, co daje łącznie 100 μL EDP na każdą mysz.
  6. Umieścić mysz w koszyku do wybudzania wyłożonym ręcznikami i ustawionym na stole podgrzewanym do 37 °C.
  7. Monitorować mysz aż do momentu wybudzenia z narkozy.

3. Przygotowanie do zabiegu

  1. Przygotuj narzędzia chirurgiczne.
    1. Zestaw zestaw chirurgiczny składający się z 2 pęset ząbkowanych, 1 ostrej pęsety prostej, 1 ostrej pęsety kątowej, 1 igłotrzymacza, nożyczek, co najmniej 3 magnetycznych retraktorów samopodtrzymujących, 1 staplera do skóry oraz 1 polipropylenowej zakrętki od butelki.
    2. Bezpośrednio przed operacją, w sposób sterylny, dodaj do zestawu plecioną nicią z kwasu poliglikolowego o rozmiarze 4-0.
    3. UWAGA: Rozmiary nici 3-0 lub 5-0 również będą wystarczające.
    4. Napełnij polipropylenową zakrętkę od butelki sterylnym, podgrzanym 1X PBS.
      UWAGA: Butelka ze sterylnym 1X PBS jest przechowywana w ogrzewaczu w temperaturze 37 °C w celu uzupełniania.
  2. Przygotuj elastazę.
    1. Rozcieńcz 27 μL porcine pancreatic elastase o stężeniu 5,1 mg/mL (≥4,0 units/mg białka) w 73 μL 1X PBS, aby uzyskać końcową objętość 100 μL przeznaczoną do operacji u 10 myszy (10 μL/mysz).
    2. Przygotuj stanowisko chirurgiczne.
    3. Zautoklawuj zlew z aplikatorami z bawełnianą końcówką, aplikatorami z bawełnianą końcówką o stożkowym kształcie oraz gazą 5 cm x 5 cm, a następnie umieść je obok tacek chirurgicznych przed operacją.
    4. Umieść magnetyczny stół chirurgiczny na podkładce grzewczej ustawionej na 37 °C na stole mikroskopu. Przymocuj podkładkę grzewczą do stołu mikroskopu taśmą, ale pozostaw element magnetyczny niezwiązany, aby umożliwić jego repozycjonowanie podczas operacji.
    5. Umieść podkładkę chłonną lub ręcznik papierowy na podkładce grzewczej. Złóż gazę 5 cm x 5 cm na pół i umieść ją pod maską do znieczulenia.
    6. W pobliżu obszaru chirurgicznego umieść kubek 30 mL z preparatem do usuwania owłosienia, kubek 30 mL z 5% powidonem jodowym, tubkę smaru do oczu, taśmę chirurgiczną, niesterylną gazę 5 cm x 5 cm, niesterylne aplikatory z bawełnianą końcówką, szczelnie zamknięte gaziki nasączone alkoholem 5 cm x 5 cm, rolkę spożywczej folii stretch oraz butelkę z atomizerem z 70% etanolem.
    7. Pobierz buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu o stężeniu 1,3 mg/mL do strzykawki 1 mL w objętości 75 μL na mysz, co odpowiada dawce 3,25 mg/kg dla myszy o masie 30 g.
  3. Przygotuj mysz do operacji.
    1. Zważ mysz i zapisz jej masę w gramach.
    2. Umieść mysz w komorze indukcyjnej do znieczulenia.
    3. Podawaj wziewnie izofluran w stężeniu 1,8−2% oraz tlen, aż mysz zostanie znieczulona.
    4. Umieść mysz w pozycji tyłem na stole podgrzanym do 37 °C, z nosem myszy umieszczonym w masce do znieczulenia.
    5. Wstrzyknij podskórnie 75 μL buprenorfiny.
    6. Przymocuj kończyny tylne do stołu za pomocą taśmy opisowej.
    7. Za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką nałóż preparat do usuwania owłosienia na brzuch i odczekaj 30 sekund.
    8. Usuń owłosienie z brzucha za pomocą bawełnianej gazy 5 cm x 5 cm.
    9. Nałóż smar do oczu na oczy myszy.
    10. Nałóż powidon jodowy na brzuch myszy za pomocą gazy 5 cm x 5 cm i poczekaj, aż wyschnie.
    11. Przetrzyj brzuch gazikami nasączonymi alkoholem 5 cm x 5 cm. Ponownie nałóż powidon jodowy i poczekaj, aż wyschnie.
    12. Sprawdź głębokość znieczulenia, uszczypując palec myszy i upewniając się, że nie występuje reakcja.
    13. Połóż arkusz spożywczej folii stretch na stole chirurgicznym.
    14. Spryskaj stół chirurgiczny 70% etanolem i poczekaj, aż wyschnie.
    15. Umyj ręce i załóż sterylne rękawice chirurgiczne.

4. Procedura chirurgiczna (7 dni po wstępnej sensybilizacji elastyną)

  1. Odsłoń aortę brzuszną.
    1. Wykonaj nacięcie skóry nożyczkami lub skalpelem wzdłuż linii środkowej brzucha na długości ~3 cm, zaczynając 0,5−1 cm głową (cephalad) od prącia i kończąc 0,5 cm ogonem (caudad) od wyrostka mieczowatego.
    2. Chwyć skórę zębatą pincetą i delikatnie odciągnij do góry, aby zidentyfikować linię białą (linea alba), która pojawi się jako nieunaczyniona płaszczyzna między mięśniami prostymi.
    3. Za pomocą nożyczek roznij linię białą, cały czas odciągając skórę do góry. Należy uważać, aby rozciąć wyłącznie linię białą, unikając uszkodzenia struktur wewnątrzbrzusznych.
    4. Umieść magnetyczne retraktory samopodtrzymujące się: jeden odciągający prawą stronę ściany brzucha, drugi odciągający lewą stronę ściany brzucha i trzeci odciągający struktury w części ogonowej nacięcia, takie jak pęcherz moczowy i pęcherzyki nasienne.
    5. Używając zwilżonych aplikatorów z bawełnianym końcem, odsuń jelita od siebie i przykryj je wilgotną gazą o wymiarach 5 cm x 5 cm. Alternatywnie, wprowadź zrolowaną, zwilżoną gazę 5 cm x 5 cm w lewą stronę jamy brzusznej myszy, aby odsunąć jelita.
      UWAGA: W zależności od anatomii myszy i rozmieszczenia retraktorów, jelita można odsunąć lub upakować w przeciwnym kierunku w celu optymalnej wizualizacji.
    6. Zidentyfikuj żyłę główną dolną (IVC) i aortę brzuszną w linii środkowej w części tylnej.
    7. Używając aplikatorów z bawełnianym końcem, wejdź do przestrzeni zewnątrztchewniczej (retroperitoneum), delikatnie rozdzielając płaszczyznę tkankową pokrywającą tylne struktury naczyniowe.
      UWAGA: Nacisk skierowany ku tyłowi na interesującą tkankę, a następnie rozsuwanie końcówek aplikatorów bawełnianych od siebie, zapewnia większą siłę trakcji. Aby uzyskać łagodniejszą trakcję, obracaj końcówki aplikatorów bawełnianych w przeciwnych kierunkach.
    8. Umieść boczne retraktory głębiej, aby uzyskać lepszą trakcję i wizualizację aorty.
    9. Kontynuuj używanie aplikatorów z bawełnianym końcem, aby delikatnie rozdzielić IVC i podnerkową aortę brzuszną, unikając na tym etapie uwalniania bocznych przyczepów aorty.
    10. Kontynuuj preparowanie płaszczyzny między IVC a aortą, aż między aortą a IVC pojawi się przestrzeń trójkątna (Rysunek 1).
      UWAGA: Ten krok jest zazwyczaj najłatwiejszy do wykonania tuż za lewą żyłą nerkową w kierunku ogona.
    11. Używając rozciecia tępym narzędziem lub ostrej pincy, uwolnij boczne przyczepy aorty, odsuwając aortę od tkanki łącznej i mięśni lędźwiowych po lewej stronie myszy.
    12. Umieść kątową ostrą pincetę w przestrzeni powstałej między aortą a IVC i delikatnie otwieraj i zamykaj pincetę w powtarzalny sposób, aby rozdzielić tylne przyczepy aorty.
    13. Stosując tę samą technikę otwierania i zamykania, przygotuj tylną płaszczyznę wzdłuż aorty, pracując od strony głowy ku ogonowi.
    14. Wykonaj obraz mikrometryczny wideo całej aorty i zapisz go do analizy.
  2. Zastosuj elastazę okołonaczyniową.
    1. Za pomocą pipety nanieś 10 μL roztworu elastazy wzdłuż całej długości odsłoniętej aorty.
      UWAGA: Dzięki rozcięciu tkanek tylko po stronie przyśrodkowej i bocznej aorty powstanie rynienka, w której zgromadzi się elastaza.
    2. Umieść zwilżone gaziki 5 cm x 5 cm nad otwartym brzuchem i pozwól roztworowi elastazy inkubować przez 10 minut.
    3. Zdejmij gazik i przepłucz jamę brzuszną sterylnym 1X PBS trzykrotnie, aby usunąć pozostałości roztworu elastazy.
  3. Zamknij jamę brzuszną.
    1. Przywróć organy brzuszne na ich pierwotne pozycje. Sprawdź i usuń wszelkie skręcenia lub załamania jelit.
    2. Używając zębatej pincy, oddziel mięsień prosty i powięź od skóry, tworząc płat skóry o szerokości 0,25 cm.
    3. Zamknij powięź brzuszną za pomocą szwu z plecionego kwasu poliglikolowego 4-0 (lub podobnego) w sposób prosty i ciągły, dbając o objęcie narożników nacięcia i zachowując odstęp nie większy niż 2 mm między ściegami.
    4. Zepnij skórę nad szwem za pomocą 3−4 zszywek.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Zdjąć mysz ze stołu operacyjnego i umieścić ją w koszyku regeneracyjnym wyłożonym ręcznikami, znajdującym się na platformie ogrzewanej do 37 °C.
  2. Monitorować mysz aż do czasu wybudzenia z narkozy.
  3. Monitorować mysz codziennie po operacji przez 4 dni, zwracając uwagę na stan ogólny oraz stan nacięcia brzusznego.
  4. Po operacji przeprowadzić ponowne badanie USG zgodnie z powyższym opisem, aby monitorować wzrost tętniaka.
  5. Usunąć zszywki tydzień po operacji lub podczas badania USG w pierwszym tygodniu.

6. Powtórna sensytyzacja elastyną (7 dni po operacji indukcji tętniaka)

  1. Wykonaj te same kroki, które opisano powyżej w przypadku wstępnej sensytyzacji elastyną, przygotowując roztwór EDP w ten sam sposób, z jedyną zmianą w postaci zastosowania niepełnego adjuwantu Freunda zamiast pełnego adjuwantu Freunda.

7. Procedury pobierania tkanek

  1. Pobrać tkanki w 21. dobie po operacji do przeprowadzenia różnorodnych analiz.
  2. Przygotować mysz w taki sam sposób, jak podczas operacji indukcyjnej.
  3. Ponownie odsłonić aortę w taki sam sposób, jak podczas operacji indukcyjnej, dbając o to, aby nie uszkodzić materiałów przeznaczonych do analiz histologicznych.
    UWAGA: Na tym etapie u myszy mogły wytworzyć się zrosty włókniste, dlatego konieczne może być częstsze stosowanie ostrej preparacji pęsetą zamiast preparacji tępej.
  4. Wykonać obrazowanie za pomocą mikrometrii wideo.
  5. Wykonać punkcję serca w celu pobrania krwi do analizy i uśmiercić mysz.
  6. Przeprowadzić perfuzję myszy do analizy, stosując odpowiednie środki ochrony osobistej, w tym rękawiczki, ochronę oczu i maseczki.
    1. Jeśli tkanki są przeznaczone do analizy cytometrii przepływowej (lub podobnej), przeprowadzić perfuzję lewej komory 1X PBS bez rozszerzacza naczyniowego pod ciśnieniem 100−120 mm Hg, podając objętość 8 mL.
    2. Jeśli tkanki są przeznaczone do analiz PCR, przeprowadzić perfuzję lewej komory 1X PBS z rozszerzaczem naczyniowym (0.1 mM adenozyny i 0.01 mM nitroprusydu sodu), a następnie podać roztwór do stabilizacji RNA.
    3. Jeśli tkanki są przeznaczone do analiz histologicznych, przeprowadzić perfuzję lewej komory 1X PBS z rozszerzaczem naczyniowym, a następnie 10% buforowanym formaliną fosforanem.
  7. Pobrać pożądane tkanki, dbając o to, aby nie uszkodzić struktury tkanek przeznaczonych do analizy histologicznej. Zaznaczyć orientację za pomocą szwów lub markerów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Łącznie 28 samców myszy C57BL/6J poddano temu protokołowi chirurgicznemu, przy czym odnotowano jedną śmiertelność okołooperacyjną z powodu uszkodzenia IVC (3,6%). Wystąpiły trzy dodatkowe późne zgony, z czego jeden był wynikiem przepuklinyy pooperacyjnej, a dwa pozostałe miały nieznane przyczyny, co przełożyło się na całkowitą przeżywalność po 21 dniach na poziomie 85,7%. Średni czas od indukcji znieczulenia do zakończenia podawania środków znieczulających wynosił 46,4 ± 8,0 minut. Myszy w grupie pozorowanej poddano niem...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Od czasu pierwszego opisania go u szczurów w 1990 roku, model AAA oparty na elastazie został zmodyfikowany kilkakrotnie i zastosowany u różnych zwierząt10,19,20,21,22,23. Niektóre z modyfikacji obejmują kanulację aorty, która prawdopodobnie zwiększa śmiertelność i wprowadza traumatyczny element do patologii aorty

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy niezgłaszają żadnych praw własnościowych ani komercyjnych interesów w żadnym produkcie wymienionym ani koncepcji omówionej w tym artykule.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To dzieło było wspierane przez Cryptic Masons Medical Research Foundation (Brownsburg, IN).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 mL Tuberculin SyringesBecton Dickinson309628
10% Buffered Formalin PhosphateFisher ChemicalSF100-4
70% Isopropyl Alcohol SwabsCardinal HealthS-16183
Angled sharp forcepsDumontI I25 I-35
AutoClip 9mm (Skin stapler)MikRon427630
BetadineAtlantis Consumer Healthcare67618-155-16
Cotton gauze padDynarex Corporation3223
Cotton tipped applicatorPuritan Medical Products25-806 2WC
Elastase from porcine pancreas (≥4.0 units/mg protein)Sigma-AldrichE1250Stored in aqueous solution at 4 °C
Elastase from mouse pancreas (4.75 units/mg protein)Elastin Products Co., Inc.MS838Stored in aqueous solution (0.1 mg in 1 mL PBS)at 4 °C
ElastinMP Biomedicals101636Stored in aqueous solution at 4 °C
Enersight Desktop SoftwareLeicahttps://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/enersight/
Ethiqa XR (extended release buprenorphine)FidelisNDC 86084-100-30
Eye lubricantOptixCareOpx-4242
Flexacam i5 (Stereo)Leicahttps://www.leica-microsystems.com/products/microscope-cameras/p/12730536-leica/
Freund’s complete adjuvantMP Biomedicals642851Stored in aqueous solution at 4 °C
Freund’s incomplete adjuvantMP Biomedicals642861Stored in aqueous solution at 4 °C
Gloves (Sterile)Encore7824PF
Hypodermic Needles (23 G)Becton Dickinson305145
Hypodermic Needles (27 G)Becton Dickinson305109
Isospire (Isoflurane)Dechra Veterinary07-894-8943
Labeling TapeFisher Scientific15959
MasksDukal Corp.1540
Needle driverScanlan6006-36
Omnicon F/air Anesthetic Gas CanisterA.M. Bickford Inc.80120
Press'N SealGlad12587704417
RC2 Rodent Circuit ControllerVetEquip Incorporated922100
RNAlater Stabilization solutionThermoFisher ScientificAM7021
ScissorsFine Science Tools14005-12
Skin staples (clips)MikRon205016
Small Rodent Warmer HeaterStoelting53851
Small Rodent Warmer StageStoelting53812
Stereo Microscope M60Leicahttps://www.leica-microsystems.com/products/light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m80/
Straight sharp forcepsDumontI I 25 I-30
SurgiSuite self-retaining magnetic retractor set and stageKent Scientific13-005-180
Tahoe Portable Oxygen ConcentratorVetland Medical595-2300A
Toothed forcepsFine Science Tools11043-08, 11042-08
Vevo 2100 UltrasoundFUJIFILM VisualsonicsEDU00496
Visorb polyglycolic acid sutureCP Medical397A
VWR AbsorbentsVWR95057-860

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Song P, He Y, Adeloye D, Zhu Y, Ye X, Yi Q, et al. The Global and Regional Prevalence of Abdominal Aortic Aneurysms: A Systematic Review and Modeling Analysis. Ann Surg. 2023;277(6):912-9.
  2. Kent KC. Clinical practice. Abdominal aortic aneurysms. N Engl J Med. 2014;371(22):2101-8.
  3. Macura KJ, Corl FM, Fishman EK, Bluemke DA. Pathogenesis in acute aortic syndromes: aortic aneurysm leak and rupture and traumatic aortic transection. AJR Am J Roentgenol. 2003;181(2):303-7.
  4. Hoornweg LL, Storm-Versloot MN, Ubbink DT, Koelemay MJ, Legemate DA, Balm R. Meta analysis on mortality of ruptured abdominal aortic aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 2008;35(5):558-70.
  5. Beckman JA, Isselbacher EM, Preventza O, Hamilton Black Iii J, Augoustides JG, Beck AW, et al. 2022 ACC/AHA Guideline for the Diagnosis and Management of Aortic Disease: A Report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on Clinical Practice Guidelines. J Am Coll Cardiol. 2022;80(24):e223-e393.
  6. Claridge R, Arnold S, Morrison N, van Rij AM. Measuring abdominal aortic diameters in routine abdominal computed tomography scans and implications for abdominal aortic aneurysm screening. J Vasc Surg. 2017;65(6):1637-42.
  7. Senemaud J, Caligiuri G, Etienne H, Delbosc S, Michel JB, Coscas R. Translational Relevance and Recent Advances of Animal Models of Abdominal Aortic Aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2017;37(3):401-10.
  8. Allaire E, Guettier C, Bruneval P, Plissonnier D, Michel JB. Cell-free arterial grafts: morphologic characteristics of aortic isografts, allografts, and xenografts in rats. J Vasc Surg. 1994;19(3):446-56.
  9. Wang Y, Krishna S, Golledge J. The calcium chloride-induced rodent model of abdominal aortic aneurysm. Atherosclerosis. 2013;226(1):29-39.
  10. Anidjar S, Salzmann JL, Gentric D, Lagneau P, Camilleri JP, Michel JB. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 1990;82(3):973-81.
  11. Nabseth DC, Martin DE, Rowe MI, Gotlieb LS, Deterling RA, Jr. Enzymatic destruction of aortic elastic tissue and possible relationship to experimental atherosclerosis. J Cardiovasc Surg (Torino). 1963;4:11-7.
  12. Norman PE, Curci JA. Understanding the effects of tobacco smoke on the pathogenesis of aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2013;33(7):1473-7.
  13. Snider GL. Distinguishing among asthma, chronic bronchitis, and emphysema. Chest. 1985;87(1 Suppl):35S-9S.
  14. Aune D, Schlesinger S, Norat T, Riboli E. Tobacco smoking and the risk of abdominal aortic aneurysm: a systematic review and meta-analysis of prospective studies. Sci Rep. 2018;8(1):14786.
  15. Campa JS, Greenhalgh RM, Powell JT. Elastin degradation in abdominal aortic aneurysms. Atherosclerosis. 1987;65(1-2):13-21.
  16. Wilson KA, Lindholt JS, Hoskins PR, Heickendorff L, Vammen S, Bradbury AW. The relationship between abdominal aortic aneurysm distensibility and serum markers of elastin and collagen metabolism. Eur J Vasc Endovasc Surg. 2001;21(2):175-8.
  17. Hu G, Dong Z, Fu W. A Novel Modification of the Murine Elastase Infusion Model of Abdominal Aortic Aneurysm Formation. Ann Vasc Surg. 2017;42:246-53.
  18. Lu G, Su G, Davis JP, Schaheen B, Downs E, Roy RJ, et al. A novel chronic advanced stage abdominal aortic aneurysm murine model. J Vasc Surg. 2017;66(1):232-42 e4.
  19. Xue C, Zhao G, Zhao Y, Chen YE, Zhang J. Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model Induced by Perivascular Application of Elastase. J Vis Exp. 2022(180).
  20. Nie M, Yan Y, Li X, Feng T, Zhao X, Zhang M, et al. Effect of Low-Pressurized Perfusion with Different Concentration of Elastase on the Aneurysm Formation Rate in the Abdominal Aortic Aneurysm Model in Rabbits. Biomed Res Int. 2016;2016:6875731.
  21. Bi Y, Zhong H, Xu K, Zhang Z, Qi X, Xia Y, et al. Development of a novel rabbit model of abdominal aortic aneurysm via a combination of periaortic calcium chloride and elastase incubation. PLoS One. 2013;8(7):e68476.
  22. Shannon AH, Cullen JM, Dahl JJ, Scott EJ, Tyerman Z, Spinosa MD, et al. Porcine Model of Infrarenal Abdominal Aortic Aneurysm. J Vis Exp. 2019(153).
  23. Cullen JM, Lu G, Shannon AH, Su G, Sharma A, Salmon M, et al. A novel swine model of abdominal aortic aneurysm. J Vasc Surg. 2019;70(1):252-60 e2.
  24. Ingram MD, Leckie K, King JR, Doiron T, Moldovan L, Zhang L, et al. An Elastin Sensitized Murine Model of Abdominal Aortic Aneurysm. JVS-Vascular Science. 2021;2:285.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

BiologiaWydanie 232Wydanie 232Warto pustaWydaniedegradacja elastynymodel zwierz cymyszyindukowany chemicznieindukowany immunologicznie
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły