1 декабря 2010 г.
В этой статье мы покажем способ сделать стеклянный капилляр иглы с 50-мкм просвет. Этот метод значительно сокращает повреждение головного мозга, снижает пассивной диффузии лекарственных препаратов и позволяет точного прицеливания в грызун мозга.
Общая цель данной процедуры заключается в выполнении высокоточных микроинъекций в глубокие структуры головного мозга для доставки лекарственных препаратов, вирусных векторов или трансплантатов клеток. Это достигается путем предварительного изготовления стеклянных капиллярных игл с просветом 50 µm. Вторым этапом процедуры является заполнение 50% объема иглы минеральным маслом с помощью капиллярного эффекта и введение поршня с широкого конца трубки.
Третьим этапом процедуры является заполнение иглы веществом или суспензией клеток, которую необходимо ввести. Заключительным этапом является введение кончика иглы и инъекция вещества с очень низкой скоростью потока в глубокие структуры головного мозга. В итоге можно получить результаты, демонстрирующие высокоточное адресное введение веществ в мозг с помощью микроинъекций через стеклянную капиллярную трубку.
Здравствуйте, меня зовут Оскар Гонсалес, я представляю Лабораторию нейробиологии факультета психологии Университета Колима, Мексика. Сегодня мы продемонстрируем процедуру микроинъекции с использованием стеклянной капиллярной трубки для введения препаратов в мозг мыши. Мы применяем этот метод в нашей лаборатории для изучения нейральных стволовых клеток взрослых особей.
Итак, приступим. Использование стеклянных капиллярных игл с просветом 50 µm для микроинъекций в мозг значительно снижает повреждение тканей мозга, минимизирует пассивную диффузию препаратов и обеспечивает точное воздействие на целевые области мозга грызуна. Перед проведением микроинъекций необходимо изготовить стеклянные иглы.
Начните с установки капиллярной стеклянной трубки в вытягивающий электрод с высоким сопротивлением микропипеточного пуллера. Затем включите электрод микропипеточного пуллера. Чтобы нагреть середину стеклянной трубки для её локального размягчения, растяните трубку вдоль её продольной оси на начальное расстояние от трех до пяти миллиметров, достаточное для уменьшения диаметра стеклянной трубки в локализованной области.
Продолжайте растягивать стеклянную трубку до тех пор, пока она не разорвется. Повторите эти действия, чтобы изготовить две идентичные одноканальные иглы. Теперь поместите стеклянные иглы в микрокузницу.
Угла в 30 градусов достаточно для скоса кончика. В завершение поместите иглы под микроскоп и убедитесь, что обе имеют правильный внутренний диаметр. Для большинства гидрофильных препаратов при данной конструкции игл идеальным является внутренний диаметр от 30 до 50 µm.
Рассмотрим, как использовать их для микроинъекций. Для начала заполните изготовленную иглу минеральным маслом с самого широкого конца. Дождитесь, пока минеральное масло затечет по капилляру примерно на 50% длины капиллярной трубки.
Нанесите вакуумную смазку высокого давления на самый широкий конец иглы и вставьте через него поршень. Осторожно вытесняйте минеральное масло до тех пор, пока из кончика стеклянной иглы не выступит маленькая капля. Теперь закрепите иглу в держателе микроинъектора и приступайте к подготовке животного к инъекции.
Сначала поместите грелку на стереотаксический держатель для животных, чтобы поддерживать температуру тела животного. При температуре 37 °C выбрейте шерсть на голове обезболенной мыши, затем поместите её в стереотаксический прибор и зафиксируйте. Используя ушные фиксаторы и зубной держатель, с помощью хирургического скальпеля сделайте разрез кожи от ушей до линии лямбда (Lambda) черепа.
Протрите череп ватным тампоном, чтобы удалить влагу, и отведите кожу из операционного поля. Затем с помощью кончика стеклянной иглы отметьте вершину шва bgma и установите там исходную точку инъекции. Теперь, перемещая оси X и Y стереотаксического устройства над черепом, определите точку на черепе, в которой будет выполнено сверление.
С помощью лабораторного микроперфоратора осторожно просверлите отверстия в выбранных координатах, используя тонкий пинцет. Осторожно удалите самый глубокий слой кости и проколите твердую мозговую оболочку. Вы заметите вытекание спинномозговой жидкости.
Чтобы убедиться, что игла проходит через просверленные отверстия, медленно опустите стеклянную иглу, используя ось Z стереотаксического прибора. Затем наберите в пипетку 1 µL препарата для инъекции и нанесите его на небольшой кусочек парафина. Поместите парафин на череп.
Наберите препарат, вращая колесо микроинъектора, и при этом контролируйте под микроскопом подъем жидкости в стеклянную иглу. Удалите парафильм и сбросьте нулевую координату. Теперь переместите иглу в выбранные координаты и опустите держатель до тех пор, пока кончик стеклянной иглы осторожно не коснется поверхности мозга, после чего установите Z.Coordinate на ноль.
Введите стеклянную иглу в паренхиму головного мозга на необходимую глубину. Медленно введите препарат со скоростью примерно один нанолитр в секунду. После введения требуемого объема дайте препарату диффундировать в паренхиму в течение двух минут, затем плавно и медленно извлеките иглу.
В завершение склейте края хирургического разреза и снимите животное со стереотаксического аппарата. Поместите животное в клетку с подогревом для восстановления после анестезии. Теперь мы продемонстрируем результаты микроинъекций.
Лизофосфатидилхолин или lyin вводили в мозолистое тело для индуцирования демиелинизации трактов белого вещества, при этом объем вводимого lyin составлял всего 20 л, чтобы минимизировать повреждение мозга стеклянной иглой. Демиелинизация характеризуется отсутствием экспрессии основного белка миелина в трактах белого вещества; благодаря очень точному введению и использованию очень тонкой иглы повреждение тканей мозга сводится к минимуму.
Мы только что продемонстрировали вам способ изготовления стеклянных игл для выполнения микроинъекций в глубокие структуры головного мозга. При проведении этой процедуры важно помнить о необходимости подготовить всё оборудование и материалы для использования в операционной. На этом всё.
Благодарим за просмотр и желаем успехов в ваших экспериментах.
Просмотрите полный транскрипт и получите доступ к тысячам научных видео
В данной статье представлен метод изготовления стеклянных капиллярных игл с внутренним диаметром 50-µm, что позволяет выполнять точные микроинъекции в глубокие структуры головного мозга. Данная методика сводит к минимуму повреждение тканей мозга и снижает пассивную диффузию препаратов, обеспечивая таргетную доставку веществ в моделях грызунов.
Точная доставка терапевтических агентов в глубокие структуры мозга остается критической проблемой при разработке нейробиологических препаратов, особенно на моделях мелких животных, где процедура травматизации может исказить результаты. Данный метод микроинъекций повышает точность воздействия на цель за счет минимизации повреждения тканей, вызванного инъекцией, и пассивной диффузии, что повышает достоверность исследований фармакологического и генетического вмешательства. Этот подход способствует снижению рисков при изучении механизмов на ранних этапах поиска, обеспечивая воспроизводимую доставку малых объемов лекарственных средств, вирусных векторов или клеточных трансплантатов с уменьшением биологической вариабельности.
Данный метод вписывается в континуум разработки — от валидации мишени до оптимизации ведущих соединений, где точная доставка в ЦНС имеет решающее значение для оценки модуляции мишени и активации сигнальных путей.