大鼠耐甲氧西林金黄色葡萄球菌（MRSA）实验性心内膜炎模型

本实验的总体目标是在大鼠中建立感染性心内膜炎的实验模型。首先通过培养金黄色葡萄球菌并制备用于感染的手术导管来实现该目标。接下来，准备手术区域并对动物进行麻醉。

动物麻醉后，将导管经由右侧颈动脉插入并朝向心脏方向推进。最后一步是通过尾静脉注射使动物感染金黄色葡萄球菌（aureus）。最终，分离目标组织并进行定量培养的制备。

与现有方法（如快速心内膜炎模型）相比，该技术的主要优势在于红心内膜炎模型可与体内成像系统（IVUS）联合使用。该方法有助于解答口腔致病机制领域的一些关键问题，例如病原体毒力及抗菌药物的疗效。通常，初次接触该技术的研究人员会面临一定困难，因为手术操作具有较高挑战性。

首先，用接种环从冻存的 M SSA 菌种中取一环，接种至羊血三糖琼脂平板上。将培养物于 37 摄氏度培养过夜，确保无污染后，挑取平板上的单个菌落，接种至 15 毫升带螺帽的试管中含 5 毫升胰蛋白胨大豆肉汤的培养基中。

将接种物在37摄氏度的摇床培养箱中孵育过夜。设置转速为200 RPM，以首先准备导管。将聚乙烯管剪成10厘米长的段，并在赛克斯消毒液中对导管进行消毒30分钟。

接下来，用加热的无菌镊子按压无菌导管的一端使其熔化，制成导管，该导管将从右颈总动脉插入至左心室，并在心脏搏动时对心内膜造成损伤。然后将大鼠放入含有1:1异氟烷-氧气混合气体的麻醉室中进行麻醉，直至麻醉生效。通过检查肌肉是否松弛以及足底反射是否消失来确认麻醉效果。

通过连接气体混合物的鼻罩在手术期间维持麻醉状态。在整个手术过程中，使用无菌技术，以聚维酮碘和70%乙醇清洁手术区域。将大鼠置于仰卧位，使用钝性分离法在胸骨上方颈部皮肤层垂直做切口。

分离筋膜以暴露右侧颈总动脉。右侧颈总动脉位于锁骨上方中线略偏右侧的位置。小心将动脉从颈部腔隙中提起，并在动脉下方放置两根10厘米长的丝线缝合线，用于结扎暴露的头端。

然后在动脉上放置一个夹子以防止出血。使用镊子和导管引入器在动脉顶端打一个小孔。将导管未封闭的一端通过动脉上的小孔插入。

移除夹子，将导管向心脏方向推进。当遇到阻力时即为到位，此时导管应进入动脉4至5厘米，并随大鼠心跳而搏动。导管就位后，在动脉套管端周围打一松结缝线，固定导管位置。

用丝线缝合，剪去多余的缝线和导管末端，然后将末端埋入颈部皮下。使用皮肤夹闭合皮肤。将大鼠置于清洁的笼子中，并放置在温暖处，直至从麻醉中恢复。

在恢复期间及之后，需定期为大鼠提供食物和水，并频繁检查。感染可在术后1至7天内进行，但在同一实验中应保持时间一致。用70%乙醇清洁大鼠尾部，并在目标细胞处注射0.5毫升MRSA培养物。

向尾静脉注射。使用27号半英寸针头，在将大鼠放回笼子前，对注射部位施加压力，直至出血停止。处死大鼠后，用70%乙醇擦拭胸部，然后在胸骨下方做V形切口。

在胸骨两侧切断肋软骨。为暴露心脏，轻轻向上提起心脏，并在靠近主动脉处剪断周围组织，向上解剖以游离心脏。将心脏置于铺有4英寸×4英寸无菌纱布的无菌培养皿中，然后切开左心室内心壁，打开左侧心腔。

检查以确认导管位置正确，然后将其移除。使用剪刀和镊子检查并清除瓣膜上的赘生物。同时取出肾脏和脾脏，称重后将组织和赘生物匀浆，用PBS进行系列稀释，用于定量培养。

图中所示为位置正确的导管，由最左侧箭头指示。导管穿过主动脉瓣并进入心腔左侧，主动脉瓣周围可见多处赘生物，由中间和右侧箭头指示。下表提供了ssus菌株在大鼠心内膜炎模型中毒力的一个示例。

所有动物接种 10⁵ 和 10⁶ CFU 后均出现感染性心内膜炎，心脏赘生物以及肾脏和脾脏中均有高密度的病灶菌群。一旦掌握，该手术操作若正确实施，可在 10 分钟内完成。

在进行该操作过程中，必须始终注意在手术期间及术后维持动物的评估状态。在此操作基础上，还可采用其他方法，如血管内超声（IVUS），以回答更多科学问题，例如实时监测抗菌剂的疗效，以及病原体发育后的体内基因表达情况。该技术将为从事金黄色葡萄球菌（Staphylococcus aureus）及相关虚构领域研究的科研人员提供一种探索血管内感染中致病性毒力因子的重要途径。

观看本视频后，您应能充分了解如何在大鼠中建立实验性心内膜炎模型。请务必注意，操作耐甲氧西林金黄色葡萄球菌（MRA）可能具有极高危险性，在进行该操作时应采取相应预防措施，例如穿戴实验服和手套。