La necropsia de diagnóstico y selecta colección de tejidos y muestras en ratas y ratones

El objetivo general de este procedimiento es realizar una necropsia básica en roedores. Esto se logra primero registrando información básica sobre el animal. El segundo paso del procedimiento consiste en examinar las vísceras.

El tercer paso consiste en recolectar muestras como órganos o ganglios linfáticos mesentéricos. En última instancia, el estado de salud de un animal puede determinarse mediante histopatología u otras técnicas. Por lo general, las personas nuevas en la realización de una necropsia tendrán dificultades porque las anatomías de roedores se aprenden en el trabajo.

Estos métodos pueden ayudar a responder preguntas clave sobre la salud de los animales en una colonia de investigación. La demostración visual de estas técnicas es esencial, ya que se requiere tiempo para aprender las ubicaciones de los diversos tejidos y cómo identificar tejido normal frente a tejido anormal. Antes de sacrificar al animal, recolecte información sobre su historial y registre sus características actuales, como estado físico, comportamiento, sexo, edad, peso, cepa, entre otras.

Este registro es una edad vital para la persona que examinará los tejidos antes de la eutanasia del animal. Asegúrese de usar el equipo de protección personal adecuado. Prepare una mesa de disección, pinzas, tijeras, etiquetas para los recipientes, fijador, medio y recipientes de recolección.

Después de sacrificar al animal, evalúe su estado corporal, revise anomalías en la piel y el pelaje, emaciación y deshidratación. También busque evidencia de manipulaciones artificiales, implantes o cicatrices quirúrgicas en el animal. A continuación, utilizando un microscopio estereoscópico, examine detalladamente todas las aberturas externas.

Estas incluyen las orejas, los ojos, la nariz, la boca, el ano y las genitales. Ahora, coloque el animal sobre su espalda en la mesa de disección, levante la piel con pinzas y use tijeras para abrir la piel desde el ano hasta la barbilla. A continuación, refleje la piel hacia los lados y corte a través de la pared abdominal y la caja torácica.

Exponga las vísceras torácicas realizando dos cortes lateralmente a cada lado de la caja torácica. Corte el diafragma. Luego retire la caja torácica cortando transversalmente la parte superior del esternón.

Ahora, examine los órganos torácicos y abdominales expuestos. Observe cualquier cambio de color, olores inusuales, diferencias en tamaño, órganos ausentes o desplazados. Examine la consistencia de las superficies de los órganos y anote cualquier masa tisular o acumulación de líquido.

Asimismo, observe la presencia de líquido en cualquiera de las cavidades. Continúe el examen con el tracto gastrointestinal. Examine el mesenterio en busca de ganglios linfáticos aumentados de tamaño o masas tisulares.

Describa el contenido del tracto gastrointestinal y revise cuidadosamente la presencia de paredes engrosadas, masas o hemorragia. Para examinar el interior de los riñones, use una hoja de bisturí para realizar una sección longitudinal del riñón izquierdo y una sección transversal descentrada del riñón derecho respecto a la línea media. Revise el parénquima en busca de anomalías.

Ahora examine el sistema urogenital en machos. Identifique las vesículas seminales, los testículos, el epidídimo, los uréteres y las glándulas perusales en hembras. Identifique el útero, los ovarios y los uréteres.

Examine el sistema urogenital en busca de obstrucciones, bolsas de líquido, hemorragia u otras anomalías. Tras completar estos exámenes, aísle y extirpe los órganos diana para un examen más detallado. Por lo general, se recolectan el corazón, el hígado, los riñones y el bazo conforme se extirpan.

Sumerja cada órgano en un fijador o siga los primeros pasos de un protocolo que requiera estos tejidos, como congelación o inmunohistoquímica, para lograr una fijación adecuada. Por lo general, los tejidos se sumergen en un conservante como NBF al 10%, en una proporción de 20 volúmenes de fijador por un volumen de tejido. Al trabajar con ratas, recolecte el aspirado bronquial antes que el aspirado nasal.

Comience reflejando la piel en los tejidos subcutáneos alejándola de la zona cervical, exponiendo así las glándulas salivales y la musculatura cervical. Luego elimine esos tejidos para exponer la tráquea. Realice una incisión de tres milímetros en la tráquea e inserte una pipeta cargada con un mililitro de líquido de muestreo en la luz traqueal dirigida cuartilmente.

Enjuague lentamente el fluido de muestreo a través de la tráquea y hacia los pulmones tres veces. Luego retire el fluido de muestreo y extraiga la pipeta de la tráquea. No todo el fluido regresará a la pipeta.

Por lo tanto, repita el proceso si se necesita más líquido. Para pruebas en ratones. Para obtener una muestra de aspirado nasal o aspirado bronquial, acceda a la UTA nasofaríngea utilizando tijeras esterilizadas.

Seccione la articulación temporomandibular y refleje el maxilar inferior lejos del maxilar superior, exponiendo la cavidad nasofaríngea para recolectar el aspirado nasal. Introduzca una pipeta cargada con un mililitro de líquido de muestreo en la cavidad nasofaríngea del ratón o en la luz traqueal de la rata. La pipeta debe dirigirse cranealmente y empujarse hacia adentro.

De modo que la punta entre en contacto con el paladar nasal. Una vez en posición, inyecte lentamente el líquido de muestreo. A medida que el líquido ingresa a la cavidad nasal, formará meniscos en el orificio nasal y también deberá ser visible a través del paladar oral translúcido.

Sin embargo, si el líquido sale por la boca, reoriente la pipeta. Una vez que se haya inyectado por completo, retire el líquido de muestreo de la cavidad nasal hacia la pipeta y luego extraiga la pipeta. Comience sujetando la tráquea con pinzas y corte a través de ella justo por encima de las pinzas.

A continuación, tire suavemente de la tráquea hacia arriba, cortando las conexiones de tejido hasta que se pueda extirpar todo el conjunto de tejidos torácicos. Ahora, coloque los pulmones planos sobre la superficie de trabajo y ate flojamente un trozo de hilo de sutura o cuerda alrededor de la tráquea. No apriete el nudo, ya que de lo contrario no podrá introducir la aguja en la tráquea.

Ahora, llene una jeringa con fijador e inserte la aguja en la abertura de la tráquea mientras sujeta firmemente la tráquea a la aguja. Con pinzas, llene lentamente los pulmones con fijador hasta que estén completamente inflados. El volumen de fijador variará según la edad, cepa y estado de salud del animal.

Si los tejidos están subinflados, aparecerán planos; si están sobreinflados, un líquido espumoso saldrá del tejido una vez lleno. Ajuste el material de sutura o hilo que rodea la tráquea para evitar el reflujo del fijador fuera de los pulmones. Luego, coloque los pulmones inflados en el fijador. Coloque la carcasa sobre una tabla de disección limpia en posición recostada ventralmente y use tijeras y pinzas para retirar la piel y el músculo que cubren el cráneo.

Luego, decapite la carcasa utilizando tijeras pequeñas. Introduzca la hoja inferior en el foramen magno y corte a lo largo de la línea media del cráneo con un movimiento ascendente. Ahora, exponga el cerebro con pinzas tirando para separar el cráneo.

Si el patólogo prefiere cortar secciones del cerebro mientras está en el cráneo, coloque inmediatamente el cráneo con el cerebro expuesto en NBF al 10%. De lo contrario, sujete la cabeza alrededor de la nariz con pinzas o los dedos e invierta suavemente el cráneo para que la gravedad ayude al tejido a desprenderse. Con cuidado, deslice las pinzas curvas a lo largo del borde externo del cerebro, comenzando en los lóbulos olfativos.

Continúe deslizando la pinza a lo largo del cráneo hacia el cerebelo, mientras pinza suavemente los nervios con la misma pinza. Cuando el cerebro se suelte, colóquelo en el fijador; para localizar primero los ganglios linfáticos mesentéricos, identifique el ciego en forma de coma grande del intestino. Los ganglios linfáticos mesentéricos son masas amarillas, ovales o esféricas, ubicadas en el mesenterio adyacente al ciego.

Suelen ser ligeramente más gruesos y firmes en textura que el mesenterio y la grasa circundantes. Al principio puede ser útil un microscopio de disección para diferenciar los tejidos, pero con la experiencia no será necesario. Utilizando pinzas y tijeras, aísle los ganglios linfáticos mesentéricos y luego transfiéralos a un tubo de almacenamiento para su uso en cultivo, PCR o histopatología.

Tras completar el protocolo, lo siguiente está disponible para un patólogo o científico: un informe escrito sobre el estado objetivo y subjetivo al momento de la eutanasia. Una descripción objetiva de los tejidos antes de su fijación, todos los órganos abdominales y torácicos principales en fijador, el cerebro y los ganglios linfáticos mesentéricos, y muestras de aspirado nasal y bronquial. Una vez dominada, una necropsia abreviada puede llevar menos de 30 minutos.

Al realizar este procedimiento, es importante recordar registrar sus observaciones sobre el estado del animal y sus tejidos. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar una necropsia completa en roedores, incluyendo la recolección de pulmones perfundidos, ganglios linfáticos mesentéricos y el cerebro.