Autopsie de diagnostic et de certains tissus et de collecte des échantillons dans les rats et les souris

L'objectif général de cette procédure est d'effectuer une nécropsie de base sur un rongeur. Cela s'accomplit tout d'abord en enregistrant des informations fondamentales concernant l'animal. La deuxième étape de la procédure consiste à examiner les viscères.

La troisième étape consiste à prélever des échantillons tels que des organes ou des ganglions lymphatiques mésentériques. En définitive, l'état de santé d'un animal peut être déterminé par histopathologie ou par d'autres techniques. En général, les personnes novices dans la réalisation d'une nécropsie éprouvent des difficultés, car l'anatomie des rongeurs est apprise sur le tas.

Ces méthodes peuvent aider à répondre à des questions essentielles concernant la santé des animaux dans une colonie de recherche. La démonstration visuelle de ces techniques est indispensable, car il faut du temps pour apprendre la localisation des différents tissus et pour distinguer les tissus normaux des tissus anormaux. Avant d'euthanasier l'animal, recueillez des informations sur son historique et enregistrez ses caractéristiques actuelles telles que l'état physique, le comportement, le sexe, l'âge, le poids, la souche, etc.

Cet enregistrement constitue un âge essentiel pour la personne qui examinera les tissus avant l'euthanasie de l'animal. Veillez à utiliser des équipements de protection individuelle appropriés. Préparez une planche de dissection, des pinces, des ciseaux, des étiquettes pour les récipients, un fixateur, un milieu et des récipients de collecte.

Après avoir euthanasié l'animal, évaluez son état corporel, vérifiez la présence d'anomalies cutanées et du pelage, d'émaciation ou de déshydratation. Recherchez également des signes d'interventions artificielles, d'implants ou de cicatrices chirurgicales sur l'animal. Ensuite, à l'aide d'un microscope stéréoscopique, examinez minutieusement toutes les orifices externes.

Ces régions comprennent les oreilles, les yeux, le nez, la bouche, l'anus et les organes génitaux. Placez maintenant l'animal sur le dos sur la planche de dissection, soulevez sa peau avec une pince et utilisez des ciseaux pour inciser la peau de l'anus jusqu'au menton. Ensuite, rabattez la peau sur les côtés et sectionnez la paroi abdominale et la cage thoracique.

Exposer les viscères thoraciques en effectuant deux incisions latérales de chaque côté de la cage thoracique. Sectionner le diaphragme. Ensuite, retirer la cage thoracique en coupant au niveau supérieur du sternum.

Examine maintenant les organes thoraciques et abdominaux exposés. Notez toute modification de couleur, tout trouble d'odeur, toute anomalie de taille, toute différence ainsi que la présence d'organes manquants ou déplacés. Examinez la consistance des surfaces des organes et relevez toute masse tissulaire ou poche remplie de liquide.

Remarquez également la présence de liquide dans l'une ou l'autre cavité. Poursuivez l'examen avec le tube digestif. Examinez le mésentère à la recherche de ganglions lymphatiques élargis ou de masses tissulaires.

Décrivez le contenu du tube digestif et vérifiez attentivement la présence de parois épaissies, de masses ou d'hémorragies. Pour examiner l'intérieur des reins, utilisez une lame afin de réaliser une coupe longitudinale du rein gauche et une coupe transversale du rein droit excentrée par rapport à la ligne médiane. Vérifiez le parenchyme afin de détecter toute anomalie.

Examine maintenant le système urogénital chez les mâles. Repérez les vésicules séminales, les testicules, l'épididyme, les uretères et les glandes péniennes chez les femelles. Identifiez l'utérus, les ovaires et les uretères.

Examinez le système urogénital à la recherche d'obstructions, de poches de liquide, d'hémorragies ou d'autres anomalies. Après avoir effectué ces examens, isolez et excisez les organes cibles pour un examen ultérieur. Généralement, le cœur, le foie, les reins et la rate sont prélevés au moment de leur excision.

Immergez chaque organe dans un fixateur ou suivez les premières étapes d'un protocole nécessitant ces tissus, comme la congélation ou l'immunohistochimie, afin d'obtenir une fixation adéquate. Généralement, les tissus sont immergés dans un conservateur tel que le formol tamponné neutre à 10 % (NBF 10 %) selon un rapport de 20 volumes de fixateur pour un volume de tissu. Lorsque vous travaillez avec des rats, prélèvez l'aspirat bronchique avant l'aspirat nasal.

Commencez par réfléchir la peau dans les tissus sous-cutanés en l'écartant de la région cervicale, exposant ainsi les glandes salivaires et la musculature cervicale. Ensuite, retirez ces tissus afin d'exposer la trachée. Pratiquez une incision de trois millimètres dans la trachée et insérez une pipette chargée d'un millilitre de liquide d'échantillonnage dans la lumière trachéale en la dirigeant de façon oblique.

Éliminer lentement le liquide d'échantillonnage par la trachée et dans les poumons, trois fois de suite. Ensuite, retirer le liquide d'échantillonnage et extraire la pipette de la trachée. Une partie du liquide ne sera pas récupérée dans la pipette.

Par conséquent, répétez le processus si plus de liquide est nécessaire. Pour les tests chez la souris. Pour prélever un échantillon d'aspirat nasal ou d'aspirat bronchique, accédez à l'ATU nasopharyngée à l’aide de ciseaux stérilisés.

Sectionner l'articulation temporo-mandibulaire et écarter la mandibule de la maxillaire, exposant ainsi l'atu pharyngé nasal pour recueillir l'aspirat nasal. Insérer une pipette chargée d'un millilitre de liquide d'échantillonnage dans l'atu pharyngé nasal de la souris, ou dans la lumière trachéale du rat. La pipette doit être dirigée vers l'avant et enfoncée.

Ainsi, la pointe entre en contact avec le palais nasal. Une fois en place, injectez lentement le liquide d'échantillonnage. Lorsque le liquide pénètre dans la cavité nasale, il forme des ménisques à l'orifice nasal et doit également être visible à travers le palais buccal translucide.

Cependant, si du liquide sort par la bouche, réorientez la pipette. Une fois l'injection terminée, aspirez le liquide d'échantillonnage de la cavité nasale dans la pipette, puis retirez la pipette. Commencez par saisir la trachée avec une pince et sectionnez-la juste au-dessus de la pince.

Ensuite, tirez doucement sur la trachée vers le haut, en sectionnant les connexions tissulaires jusqu'à ce que l'ensemble des tissus thoraciques puisse être excisé. Placez maintenant les poumons à plat sur la surface de travail et faites un lien lâche avec un fil de suture ou une ficelle autour de la trachée. Ne serrez pas le nœud, sinon vous ne pourrez pas introduire l'aiguille dans la trachée.

Remplissez maintenant une seringue avec du fixateur et insérez l'aiguille dans l'ouverture de la trachée tout en maintenant la trachée fixée à l'aiguille. À l'aide de pinces, remplissez lentement les poumons de fixateur jusqu'à ce qu'ils soient complètement gonflés. Le volume de fixateur variera selon l'âge, la souche et l'état de santé de l'animal.

Si les tissus sont sous-gonflés, ils apparaîtront plats ; s'ils sont surgonflés, un liquide mousseux s'échappera du tissu une fois rempli. Serrez le matériau de suture ou le fil entourant la trachée pour empêcher le reflux du fixateur hors des poumons. Ensuite, placez les poumons gonflés dans le fixateur. Placez la carcasse sur une planche de dissection propre en décubitus ventral et utilisez des ciseaux et une pince pour retirer la peau et les muscles recouvrant le crâne.

Ensuite, décapitez la carcasse à l'aide de petites ciseaux. Insérez la lame inférieure dans le foramen magnum et coupez le long de la ligne médiane du crâne par un mouvement ascendant. Maintenant, exposez le cerveau à l'aide d'une pince en écartant le crâne.

Si le pathologiste préfère découper des sections du cerveau directement dans le crâne, placez immédiatement le crâne exposant le cerveau dans du NBF à 10 %. Sinon, saisissez la tête autour du nez à l’aide de pinces ou des doigts et retournez délicatement le crâne afin que la gravité aide le tissu à s’en extraire. Faites glisser soigneusement une pince courbe le long du bord externe du cerveau, en partant des lobes olfactifs.

Continuez à faire glisser la pince le long du crâne en direction du cervelet, tout en pinçant doucement les nerfs avec la même pince. Lorsque le cerveau se détache, placez-le dans le fixateur. Pour localiser d'abord les ganglions lymphatiques mésentériques, repérez le caecum en forme de virgule de l'intestin. Les ganglions lymphatiques mésentériques sont des masses tissulaires jaunes, ovoïdes ou sphériques, situées dans le mésentère adjacent au caecum.

Ils sont souvent légèrement plus épais et plus fermes au toucher que le mésentère et la graisse environnants. Un microscope de dissection peut être utile au départ pour différencier les tissus, mais avec l'expérience, il ne sera plus nécessaire. À l’aide de pinces et de ciseaux, isoler les ganglions lymphatiques mésentériques, puis les transférer dans un tube de stockage destiné à être utilisé pour la culture, la PCR ou l’histopathologie.

Une fois le protocole terminé, un rapport écrit détaillant l'état objectif et subjectif au moment de l'euthanasie est disponible pour le pathologiste ou le scientifique. Ce rapport inclut une description objective des tissus avant leur fixation, tous les principaux organes abdominaux et thoraciques placés en fixateur, le cerveau, les ganglions lymphatiques mésentériques, ainsi que des échantillons d'aspirat nasal et bronchique. Une fois maîtrisée, une nécropsie abrégée peut prendre moins de 30 minutes.

Lors de l'exécution de cette procédure, il est important de se rappeler d'enregistrer vos observations concernant l'état de l'animal et de ses tissus. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'effectuer une nécropsie complète sur un rongeur, y compris la collecte des poumons perfusés, des ganglions lymphatiques mésentériques et du cerveau.