25 novembre 2011
Cet article décrit une méthode souple pour créer des anneaux de tissu cellulaire dérivée par auto-assemblage cellulaire. Les cellules musculaires lisses ensemencées dans annulaires global d'agarose des puits et des contrats pour former robustes en trois dimensions (3D) des tissus dans les 7 jours. Anneaux de tissu à l'échelle millimétrique sont propices à des essais mécaniques et de servir comme blocs de construction pour l'assemblage des tissus.
L'objectif général de cette procédure est de créer des constructions tissulaires tridimensionnelles à partir de cellules agrégées et de matrice dérivée de cellules, pouvant être utilisées pour des analyses fonctionnelles. Cela est réalisé en usinant d'abord un moule en polycarbonate afin de créer des puits annulaires à fond rond. Ensuite, le polydiméthylsiloxane ou PDMS est coulé sur le moule en polycarbonate pour former un modèle.
Ensuite, le moule en PDMS est utilisé pour former des puits aros. La dernière étape consiste à ensemencer des cellules dans les puits aros afin de permettre leur agrégation et la formation de structures annulaires tissulaires cohésives. En définitive, cette méthode peut être utilisée pour obtenir l'auto-assemblage cellulaire et l'ingénierie tissulaire à l'aide de différents types cellulaires, et permet d'analyser la contribution des cellules et de la matrice extracellulaire qu'elles produisent à la structure et à la fonction du tissu.
L'avantage principal de cette technique par rapport à d'autres approches en ingénierie tissulaire est que nous pouvons générer des constructions tissulaires entièrement à partir de cellules et de la matrice extracellulaire qu'elles produisent plus rapidement que ce qui a été rapporté précédemment, et dans un format propice à l'analyse mécanique. Commencez par fraiser une pièce de polycarbonate d'un demi-pouce d'épaisseur afin de créer 15 puits annulaires à fond rond dotés d'un axe central de deux millimètres de diamètre. Nettoyez le moule en polycarbonate pour éliminer tous les débris plastiques générés lors du processus de fraisage, puis laissez sécher le moule. Ensuite, mélangez le PDMS selon un rapport de 10 à 1 entre la base et l'agent de réticulation. Débarrassez la solution de ses bulles d'air et versez-la ensuite dans le moule en polycarbonate.
Ensuite, dégazer une nouvelle fois le mélange sur le moule afin d'éliminer les bulles d'air résiduelles et durcir le PDMS dans un four à 60 degrés Celsius pendant quatre heures. Pendant la polymérisation du PDMS, dissoudre 2 % d'AROS dans le DMEM. Une fois la polymérisation terminée, retirer délicatement le gabarit en PDMS en le décollant lentement du polycarbonate, puis laver le PDMS à l'eau savonneuse et l'autoclaver conjointement avec la solution de DMEM contenant l'AROS. Placer maintenant le gabarit en PDMS autoclavé sur une surface plane et le remplir d'AROS fondu en pipetant d'abord l'AROS dans les moules des piliers centraux, puis en ajoutant de l'AROS dans l'espace environnant.
Laisser durcir les aros pendant environ 15 minutes. Ensuite, retourner le moule pour extraire les aros du PDMS. Couper l'excédent de aros autour de chaque puits, puis placer un puits d'aros dans chaque puits d'une plaque de 12 puits. Maintenant.
Ajouter du milieu de culture cellulaire autour de l'extérieur du puits aros sans recouvrir le dessus du puits. Ensuite, placer les plaques dans l'incubateur pour permettre leur équilibration pendant la préparation des cellules. À une confluence de 90 %, trypsiner les cellules musculaires lisses aortiques du rat et les resuspendre.
Suspendre les cellules à une concentration de cinq fois 10 puissance six cellules par millilitre. Ensuite, pipeter 100 microlitres de la suspension cellulaire remise en suspension dans chacun des puits d'aros équilibrés. Appliquer les cellules dans chaque puit en effectuant un mouvement circulaire.
Placer les plaques dans l'incubateur pendant 24 heures sans les déranger. Changer le milieu tous les deux jours en aspirant le milieu autour du puits, puis en remplissant à nouveau chaque puits jusqu'à ce que le moule aros soit complètement submergé. À la fin de la culture, remplir une petite boîte de Pétri avec du PBS.
Retirer chaque anneau de son moule aros en le faisant glisser par le haut du poteau central. Placer les anneaux dans les boîtes de Pétri contenant du PBS Center, un anneau sous le système d'imagerie numérique. Utiliser un logiciel de détection des bords pour mesurer l'épaisseur de l'anneau en quatre positions : en haut, en bas, à gauche et à droite, tout autour de sa circonférence.
Effectuer un test de traction uniaxial. Monter un échantillon en forme d'anneau sur deux pinces en fil fin. Étirer les pinces jusqu'à ce qu'une charge de déchirement de cinq milli Newtons soit appliquée à l'anneau.
Ensuite, saisissez la surface transversale calculée à partir des mesures d'épaisseur et enregistrez la longueur de la jauge. Effectuez huit cycles préliminaires de l'anneau entre la charge de déchirure et 50 kilopascals. Appliquez une contrainte à une vitesse de 10 millimètres par minute après le huitième cycle préliminaire, puis tirez jusqu'à la rupture à 10 millimètres par minute.
Pour chaque anneau, mesurez la contrainte ultime en traction et la déformation à la rupture, puis calculez le module tangent maximal à partir des données acquises. En complément des études fonctionnelles in vitro, ces anneaux de cellules vivantes peuvent également fusionner pour former des tubes de tissu. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper les extrémités des tubes en silicone en biseau afin de créer des bords biseautés, puis stérilisez les tubes en silicone par autoclavage pendant que les tubes subissent l'autoclavage.
Remplir une boîte de Pétri avec du milieu. Transférer stérilement des supports personnalisés en silicone pour tubes dans une cabine de sécurité biologique et les placer dans une boîte de Pétri vide. Ensuite, retirer les anneaux des puits aros et les placer dans la boîte de Pétri remplie de milieu. Placer les tubes en silicone dans la même boîte de Pétri afin de les humidifier avant utilisation.
Utilisez une pince pour placer l'extrémité d'un tube en silicone au centre d'un anneau, puis faites glisser doucement l'anneau sur le tube en silicone. Faites glisser les anneaux jusqu'à ce qu'ils entrent en contact en les poussant délicatement l'un après l'autre dans les deux directions le long du tube. Une fois les anneaux montés, alignez les tubes en silicone dans les supports en polycarbonate et vissez les deux parties du support ensemble.
Ajoutez 55 millilitres de milieu dans la boîte de Pétri. Renouvelez le milieu tous les trois jours pendant toute la durée de la culture afin d'éliminer les tubes de tissu. Commencez par remplir une boîte de Pétri avec du PBS.
Ensuite, relâchez les tubes en silicone du support en polycarbonate et utilisez une pince pour faire glisser les tubes de tissu hors du tube en silicone et les placer dans la boîte. Lorsque l'opération est effectuée correctement, les cellules se déposent au fond des puits d'Agarros et se contractent dans les 24 heures suivant leur positionnement, formant un anneau de tissu autour du pilier central du puit Agarros. Il s'agit d'un tracé représentatif d'une courbe contrainte-déformation obtenue à partir d'un essai de traction uniaxiale sur un anneau de tissu de deux millimètres généré à partir de cellules musculaires lisses de rat. La résistance maximale en traction, le module maximal de traction et les valeurs de déformation à la rupture sont ensuite utilisés pour comparer les propriétés mécaniques d'échantillons d'anneaux de tissu cultivés dans différentes conditions de culture.
Les propriétés mécaniques des anneaux de tissu peuvent être contrôlées en modifiant les paramètres de culture, notamment le nombre de cellules ensemencées, la durée de culture, le milieu de culture et le type cellulaire utilisé. Outre les cellules musculaires lisses de rat, les cellules musculaires lisses primaires humaines forment des anneaux de tissu présentant une résistance à la traction similaire.
Les cellules souches mésenchymateuses humaines s'agrègent également en formant des anneaux, mais elles n'étaient pas assez solides pour des tests mécaniques. Notre système permet la fabrication de constructions tissulaires ingénierisées entièrement à partir de cellules, simplement en semant des cellules dans nos puits aros personnalisés. Une fois que le moule initial en polycarbonate a été usiné, nous pouvons fabriquer un nombre illimité de gabarits en PDMS, qui peuvent ensuite être utilisés pour réaliser les moules, sans nécessiter d'équipement supplémentaire.
Le système est polyvalent, car nous avons utilisé plusieurs types cellulaires différents dans ce système pour fabriquer des anneaux de tissus, et il pourrait donc être utilisé potentiellement tant pour des applications en ingénierie tissulaire que pour des études in vitro sur les contributions cellulaires et de la matrice extracellulaire à la structure et à la fonction des tissus.
Cet article décrit une méthode polyvalente permettant de créer des anneaux de tissus dérivés de cellules par auto-assemblage cellulaire. Les cellules musculaires lisses s'agrègent et se contractent dans des puits d'agarose pour former des tissus tridimensionnels (3D) robustes, adaptés aux tests mécaniques.
L'auto-assemblage cellulaire dirigé permet la fabrication rapide d'anneaux de tissus tridimensionnels composés entièrement de cellules et de leur matrice extracellulaire, offrant une plateforme robuste pour l'analyse biomécanique et le génie tissulaire. Cette approche répond au besoin de modèles de tissus vasculaires physiologiquement pertinents et reproductibles dans les recherches en phase de découverte précoce et préclinique. La méthode renforce la fiabilité prédictive dans l'évaluation des contributions cellulaires et matricielles à la mécanique des tissus, éclairant ainsi les décisions de portefeuille ajustées au risque.
Cette méthode s'intègre à la chaîne de découverte à préclinique en permettant la vérification fondée sur des hypothèses des contributions cellulaires et matricielles à la mécanique des tissus, soutenant ainsi à la fois la validation précoce et les études translationnelles ultérieures.