Les méthodes de l'administration par voie intraveineuse auto dans un modèle de souris
8 décembre 2012
L'auto-administration intraveineuse (IVSA) paradigme est considéré comme l'étalon-or en examinant les propriétés de renforcement de l'abus des drogues chez les rongeurs. Ce manuscrit décrit les procédures expérimentales et des techniques chirurgicales nécessaires pour obtenir des données fiables IVSA. En particulier, l'implantation et l'entretien méticuleux cathéter sont mis en évidence.
Bonjour, je m'appelle Elizabeth Kotick et je viens du laboratoire de la Dre Katherine Gill, situé à l'unité des dépendances du Centre universitaire de santé McGill. Aujourd'hui, je vais vous montrer comment réaliser la chirurgie de cathétérisation nécessaire à la réalisation d'études d'auto-administration intraveineuse. Je vais vous expliquer comment insérer le cathéter, ainsi que quelques conseils pour maintenir la perméabilité du cathéter.
Pendant les séances d'auto-administration intraveineuse de nicotine, les animaux sont connectés à Tai par un tube en plastique et les perfusions de nicotine sont administrées par des pompes à perfusion associées. Les boîtes opérantes ont été achetées chez Med Associates. Chaque boîte est équipée de deux leviers ultrasensibles pour souris.
Plusieurs éléments doivent être préparés avant la chirurgie afin d'insérer le cathéter dans la veine. Une aiguille de calibre 20 doit être modifiée pour permettre le glissement du tube dans la veine. Raser environ deux centimètres de la partie supérieure de la tige de l'aiguille, afin de créer un canal qui servira à guider le tube du cathéter dans la veine.
Ensuite, préparez les seringues pour le lavage et le contrôle du cathéter. Un tube de 12 centimètres est fixé à une extrémité sur l'aiguille de 26 gauge de la seringue, tandis que l'autre extrémité est étirée sur une aiguille de 23 gauge. Afin de faciliter la fixation du tube sur la canule du cathéter, vous aurez besoin de deux seringues comme celle-ci : l'une remplie de solution de T carcin héparinisée, l'autre de sérum physiologique.
Enfin, préparez le bouchon pour la canule du cathéter. La canule du cathéter doit être bouchée afin d'empêcher les débris d'entrer. Ces bouchons sont fabriqués en étirant un tube en plastique sur des aiguilles de calibre 23.
Le tube est coupé à un centimètre de l'extrémité de l'aiguille et l'extrémité ouverte est fondue. Pour sceller le tube, du sérum physiologique est poussé à travers l'aiguille afin de s'assurer qu'il n'y a pas de fuites au niveau des bouchons. Les cathéters pour souris ont été obtenus auprès de Cam Cs au Royaume-Uni. Coupez l'excédent de tube du cathéter de manière à conserver 1,2 centimètre à partir de l'extrémité de la bulbe du cathéter.
Ensuite, fixez la seringue contenant la solution saline au cannula métallique extérieur du cathéter et rincez pour vérifier la présence de fuites. Les souris sont anesthésiées à l’aide d’un mélange de gaz d’isoflurane et d’oxygène et restent sous anesthésie pendant toute la durée de l’intervention chirurgicale. À l’aide d’un tube d’insufflation, les niveaux d’oxygène et d’isoflurane sont réglés en fonction du poids corporel de l’animal et ajustés selon les besoins durant l’intervention ; assurez-vous que l’animal est correctement anesthésié en pinçant ses pattes arrière avec la pince et surveillez la souris tout au long de l’intervention pour détecter tout signe de détresse respiratoire et évaluer la profondeur de l’anesthésie.
Étant donné que la chirurgie dure entre 20 et 30 minutes, appliquez un lubrifiant oculaire sur les deux yeux. Le souris est épilée avant la chirurgie. Préparez un espace pour la base du cathéter sur le dos de l'animal.
Relevez doucement la peau sur le dos de l'animal et pratiquez une petite incision longitudinale au niveau sous-scapulaire d'environ deux centimètres de longueur, en partant du milieu du dos et en allant juste en dessous du cou. Écartez de force le tissu conjonctif pour créer un espace destiné à la base du cathéter, puis appliquez du sérum physiologique sur l'incision.
Tirez doucement la peau des deux côtés de l'incision pour les rapprocher, puis retournez l'animal. La veine téguale droite se trouve superficiellement sous la peau du cou et peut être mise à nu par une petite incision en forme de S. Effectuez une incision oblique d’environ un à deux centimètres de longueur, partant vers la clavicule droite et montant en direction de la mâchoire de l’animal.
Le tube situé à la base du cathéter doit être passé par l'incision ventrale du cou afin d'être accessible pour l'insertion dans la veine. Diriger la pince sous la peau des épaules et traverser le tissu conjonctif. Pour atteindre l'incision dorsale, tirer le tube à travers la peau jusqu'à l'ouverture ventrale au niveau du cou de l'animal.
Saisir l'extrémité du tube avec des pinces artérielles et la laisser pincée du côté droit de l'animal. Appliquer du sérum physiologique sur l'incision, isoler la veine jugulaire droite. Écarter très délicatement tout tissu conjonctif ou adipeux qui pourrait gêner la vue, puis localiser la veine.
Soulevez délicatement la veine au niveau de la partie supérieure et utilisez la pince courbe pour séparer le tissu adipeux et le tissu conjonctif autour et sous la veine. Placez la pince courbe sous la veine et ouvrez-la avec votre main libre. Passez une barre en plastique stérile sous la veine.
Une fois la veine soulevée, retirez juste assez de graisse pour obtenir une vue claire et dégagée de la veine. Appliquez périodiquement du sérum physiologique sur la veine exposée afin de la maintenir humide. Préparez des nœuds de suture autour de la veine pour pouvoir fixer le tube du cathéter en place une fois qu'il sera inséré dans la veine jugulaire.
Placer des sutures sous la veine à chaque extrémité et faire un nœud lâche ouvert simple à chaque bout. Passer le tube du cathéter à travers le nœud supérieur et le boucler autour du fil de suture afin qu’il repose sur l’épaule droite. Faire passer du sérum physiologique dans le cathéter pour alourdir le tube et faciliter l’insertion du tube du cathéter dans la veine jugulaire.
L'aiguille modifiée de calibre 20 est utilisée pour percer la veine, humidifier la veine et l'aiguille d'insertion avec du sérum physiologique afin de réduire les frottements pendant l'insertion, tirer doucement sur la barre en plastique et insérer l'aiguille plus près de la partie inférieure de la veine. Juste assez pour qu'un demi-centimètre de l'aiguille soit à l'intérieur. Faire glisser le tube du cathéter le long de l'aiguille et dans la veine.
Il ne devrait y avoir aucune résistance. Une résistance indiquerait que vous vous trouvez dans un tissu conjonctif. Pour vous assurer d'être à l'intérieur de la veine, essayez de tirer légèrement sur le piston de la seringue du cathéter afin de vérifier si vous parvenez à aspirer du sang.
Une fois le tube en place, retirez l'aiguille et poussez l'ampoule du cathéter jusqu'au point d'insertion. Faites un nœud inférieur et assurez-vous que le tube du cathéter est bien à plat contre la barre avant de faire un second nœud juste au-dessus de l'ampoule. Cela permettra de fixer le cathéter en place.
Retirez la barrette et faites un deuxième nœud à chaque extrémité. Glissez le tube du cathéter et les fils de suture sous la peau avant de suturer. Utilisez la pince d'artère pour guider l'aiguille à suture à travers la peau et fermer l'incision.
Le nombre de points de suture variera selon la taille de l'incision. Avec l'animal en position ventrale, positionnez la base du cathéter sur le dos de l'animal. Appliquez du sérum physiologique sur l'incision et faites glisser la base du cathéter sous la peau.
Veillez à ce que le tube soit le moins enroulé possible et placé sous la base afin de minimiser les risques de perforation. Suturez la peau autour de la base du cathéter. Le nombre de points de suture dépendra de la taille de l'incision.
En général, trois à quatre points de suture suffisent. Veillez à ce que le sang puisse toujours être aspiré par le cathéter. Enfin, rincez le cathéter avec la solution de tein héparinée afin de prévenir les infections et la formation de caillots sanguins.
Relâchez le tube relié à la canule du cathéter. Ensuite, retirez le tube de sérum physiologique et remplacez-le rapidement par le tube de la seringue contenant la solution héparinée de T Carin. Rincez le cathéter avec 0,03 à 0,05 cc de solution.
De nouveau, desserrez le tube relié à la canule. Saisissez le bouchon du cathéter avec la pince et, d'un seul mouvement, retirez le tube de la canule et remplacez-le par le bouchon du cathéter. Cette étape doit être effectuée rapidement afin d'empêcher le sang de remonter.
Vissez le couvercle blanc du cathéter en veillant à ce qu'il soit bien fixé sans percer l'extrémité de la canule. Administrez au souris des injections sous-cutanées d'analgésique et d'antibiotique. Injectez l'analgésique kétoprofène d'un côté à une dose de cinq milligrammes par kilogramme et l'antibiotique amikacine de l'autre côté à une dose de 10 milligrammes par kilogramme.
Après l'arrêt de l'anesthésie, laissez la souris se rétablir dans une cage propre avec un accès facile à la nourriture et à l'eau. Des données fiables d'auto-administration intraveineuse peuvent être obtenues en suivant les techniques présentées dans cette vidéo. Toutefois, il est important de maintenir la perméabilité du cathéter.
Cela est réalisé grâce à un positionnement précis du cathéter dans l'oreillette droite, à un lavage quotidien du cathéter avant et après les séances opératoires, et à la vérification constante que la canule du cathéter est bien bouchonnée afin d'empêcher l'entrée de débris.
Aperçu
Cet article décrit le paradigme d'auto-administration intraveineuse (IVSA), une méthode standard pour l'étude du renforcement par les drogues chez les rongeurs. Il met l'accent sur les techniques chirurgicales et les procédures nécessaires pour obtenir des données fiables d'IVSA, en se concentrant particulièrement sur l'implantation et l'entretien du cathéter.
Composantes clés de l'étude
Domaine scientifique
- Neurosciences
- Pharmacologie comportementale
- Modèles rongeurs
Contexte
- IVSA est une méthode largement utilisée pour évaluer les propriétés renforçantes des médicaments.
- La collecte de données fiables est essentielle pour comprendre les mécanismes de la dépendance.
- Des techniques chirurgicales appropriées sont indispensables pour une implantation réussie du cathéter.
- Le maintien de la perméabilité du cathéter est crucial pour l'intégrité expérimentale.
Objectif de l'étude
- Décrire les procédures chirurgicales de cathétérisme chez les rongeurs.
- Fournir des conseils pour maintenir la fonctionnalité des cathéters durant les expériences.
- Améliorer la fiabilité de la collecte de données en IVSA.
Méthodes utilisées
- Préparation du matériel chirurgical et des outils nécessaires à l'insertion du cathéter.
- Étapes détaillées pour l'implantation du cathéter dans la veine jugulaire.
- Surveillance de l'anesthésie et des conditions chirurgicales pendant l'intervention.
- Techniques permettant de garantir la perméabilité du cathéter et d'éviter les obstructions.
Résultats principaux
- Des techniques réussies d'implantation de cathéter ont été démontrées.
- Des lignes directrices pour maintenir la perméabilité du cathéter ont été établies.
- Des étapes chirurgicales détaillées ont été fournies afin d'assurer la reproductibilité.
- Un accent a été mis sur la surveillance du bien-être animal pendant l'intervention.
Conclusions
- Des techniques chirurgicales appropriées sont essentielles pour des études fiables de l'IVSA.
- Le maintien de la fonctionnalité du cathéter est essentiel pour l'intégrité des données.
- Cette étude constitue un guide complet pour les chercheurs dans ce domaine.
Questions fréquemment posées
Pertinence professionnelle pour l'industrie
L'auto-administration intraveineuse (IVSA) chez les modèles murins fournit une plateforme préclinique essentielle pour évaluer les propriétés renforçantes des composés, permettant la validation de cibles dans la découverte de médicaments contre les addictions et les troubles neuropsychiatriques. En permettant aux animaux d'auto-administrer des substances test, cette méthode réduit les biais expérimentateurs et fournit des données quantitatives sur les schémas d'absorption des drogues, soutenant ainsi la réduction des risques mécanistiques et renforçant la fiabilité prédictive lors de l'évaluation précoce des cibles. Cette approche facilite la continuité translationnelle entre l'engagement de la cible et la réponse comportementale, éclairant les décisions d'avancement ou d'abandon dans la priorisation des portefeuilles thérapeutiques pour les traitements du système nerveux central.
Applications stratégiques en recherche et développement en biopharmaceutique
Découverte précoce et validation de cibles
- Valeur scientifique : Permet d'interroger des hypothèses thérapeutiques en mesurant l'ingestion volontaire de drogue comme indicateur fonctionnel de l'engagement du cible dans les voies de récompense.
- Valeur opérationnelle : Contribue à l'atténuation des risques biologiques grâce à l'évaluation directe du renforcement par le composé, clarifiant ainsi précocement la responsabilité de la cible et son potentiel de détournement lors de la phase de découverte.
- Valeur prédictive : Génère des mesures quantitatives de variables dépendantes (par exemple, fréquence d'infusion, profils d'ingestion) qui aident à établir la confiance prédictive et à trier les portefeuilles pour les molécules ciblant le système nerveux central.
Développement de criblages et de tests
- Préparation du test : Prépare des systèmes biologiques validés pour l'évaluation de composés en aval en mettant en place une administration de médicament fiable par cathéter et en assurant une réponse stable de base.
- Reproductibilité : Met l'accent sur des techniques chirurgicales standardisées et des protocoles d'entretien des cathéters afin de garantir des résultats quantitatifs cohérents entre les expériences et les laboratoires.
- Utilité de la plateforme : Permet un criblage fiable de composés grâce à une mesure précise du moment et de la quantité de consommation du médicament, soutenant ainsi l'extensibilité et la réutilisation du test dans les évaluations de renforcement.
Recherche translationnelle et préclinique
- Pertinence pour la maladie : Modélise le comportement d'automédication humain, fournissant un système pertinent pour l'étude des mécanismes de la dépendance et l'évaluation d'interventions thérapeutiques.
- Continuité translationnelle : Relie la découverte et les travaux précliniques en proposant un test comportemental cohérent, utilisable tout au long des étapes de validation ciblée et d'optimisation des candidats médicaments.
- Progression ajustée au risque : Éclaire les décisions précliniques de poursuite ou d'abandon en identifiant les composés présentant des profils de renforcement indésirables, réduisant ainsi l'échec en phase avancée dû à un risque d'abus.
Intégration du pipeline et du flux de travail
IVSA s'intègre dans le continuum de découverte allant de la validation de la cible à l'identification de candidats médicaments et à l'évaluation préclinique, en tant que test fonctionnel de la vulnérabilité à la réinforcement, complémentaire du profilage pharmacocinétique in vitro et in vivo.
- Biologie de la découverte : Soutient la vérification des hypothèses et la clarification des voies en associant des cibles moléculaires à des comportements motivés à partir des résultats d'auto-administration.
- Écrantage : Assure la préparation aux tests et fournit des résultats quantitatifs (par exemple, débit d'infusion, seuil d'arrêt dans un ratio progressif) permettant une comparaison fiable des composés à l'étude par rapport aux témoins.
- Analyse : Offre des fonctionnalités d'analyse statistique pour comparer différentes conditions, telles que la consommation au fil du temps ou les schémas de réponse, essentielles pour évaluer les effets et la variabilité des composés.
- Recherche translationnelle : Assure une continuité préclinique en conservant un indicateur comportemental constant, cohérent avec les critères cliniques liés à l'usage de drogues et aux rechutes.
- Réutilisation institutionnelle : Fonctionne comme une plateforme réutilisable dans plusieurs projets et séries de composés, renforçant ainsi la standardisation et la comparabilité entre études en recherche sur les addictions.
Impact opérationnel et organisationnel
- Valeur scientifique : Renforce la confiance prédictive dans la validation des cibles en réduisant l'ambiguïté mécanistique grâce à la mesure directe du renforcement comportemental.
- Valeur opérationnelle : Favorise la standardisation et la reproductibilité par des procédures chirurgicales et d'entretien des cathéters détaillées, minimisant ainsi la variabilité technique.
- Valeur stratégique : Améliore la prise de décision « aller/ne pas aller » en identifiant précocement le risque d'abus, augmentant l'efficacité du capital et réduisant les risques biologiques tardifs dans les programmes du système nerveux central.
- Impact sur le portefeuille : Permet une priorisation ajustée au risque en signalant les composés présentant un fort potentiel de renforcement, soutenant ainsi des décisions d'avancement éclairées.
Considérations relatives à la mise en œuvre
- Nécessite une expertise en chirurgie sur rongeurs, en techniques de cathétérisation et en surveillance anesthésique afin de garantir le bien-être animal et la réussite de la procédure.
- Dépend d'un équipement spécialisé comprenant des pompes d'infusion, des compartiments opérants équipés de leviers ultrassenibles et des instruments chirurgicaux stériles pour un positionnement cohérent du cathéter.
- Implique une standardisation interéquipes des protocoles de rinçage, de bouchonnage et d'entretien des cathéters afin de prévenir l'occlusion et assurer l'intégrité des données d'une étude à l'autre.
- Implique des adaptations selon les souches de souris, les types de cathéters et les formulations médicamenteuses, en tenant compte de l'accès veineux et de la perméabilité du cathéter dans le temps.
- Comprend des limites pratiques telles que les complications liées au cathéter (par exemple, infection, thrombose), qui nécessitent une surveillance rigoureuse et peuvent affecter la collecte de données longitudinales.
