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まず、西洋わさびペルオキシダーゼまたはHRPを含む高カリウム緩衝液でマウス海馬ニューロンを処理します。
高カリウムはシナプス前ニューロンを脱分極させ、シナプス小胞エキソサイトーシスを引き起こします。次に、ニューロンは、新しく形成された小胞にHRPを組み込むことにより、エンドサイトーシスを通じてシナプス小胞膜を回収します。ニューロンをグルタルアルデヒドで固定し、洗浄して余分なグルタルアルデヒドを取り除きます。
過酸化水素と発色基質を加え、HRPによって酸化されて電子密度の高い沈殿物を形成します。洗浄して未反応の基質を除去します。
四酸化オスミウムで処理して膜のコントラストを高め、余分な試薬を洗い流します。次に、酢酸ウラニルを加えて細胞小器官のコントラストを高めます。
エタノール濃度を上げてニューロンを脱水し、樹脂に埋め込みます。
細胞密集領域を顕微鏡的に識別し、切除します。次に、極薄切片を準備します。
断面を銅グリッドに転写し、造影剤で対比染色します。
透過型電子顕微鏡を使用すると、HRPを含む小胞は電子密度の高い構造として現れます。
1.5ミリリットルの高カリウム刺激溶液を室温で90秒間各ウェルに加えることにより、海馬ニューロン培養を刺激します。このステップでは、pH 7.4で0.1モルのカコジル酸ナトリウム緩衝液を調製します。細胞を4%グルタルアルデヒドで0.1モルのカコジル酸ナトリウム緩衝液に室温で少なくとも1時間固定します。
次に、細胞を0.1モルのカコジル酸ナトリウム緩衝液で毎回7分間洗浄します。その後、DAB溶液を調製し、0.22マイクロメートルフィルターでろ過します。次に、1.5ミリリットルのDAB溶液を摂氏37度で30分間細胞に塗布します。
次に、細胞を0.1モルのカコジル酸ナトリウム緩衝液で毎回7分間洗浄します。固定後として、ニューロンを1.5ミリリットルの1%四酸化オスミウムとともに、摂氏4度で0.1モルのカコジル酸ナトリウムバッファー中で1時間インキュベートします。
その後、ニューロンを1.5ミリリットルの0.1モルカコジル酸ナトリウム緩衝液で3回、毎回7分間洗浄します。続いて、酢酸ナトリウムと氷酢酸を含む0.1モル酢酸ナトリウム緩衝液を調製します。細胞を1.5ミリリットルの0.1モル酢酸緩衝液で毎回7分間3回洗浄します。
その後、細胞を1.5ミリリットルの1%酢酸ウラニルを0.1モルの酢酸緩衝液中で摂氏4度で1時間インキュベートします。次に、細胞を1.5ミリリットルの0.1モル酢酸緩衝液で毎回7分間3回洗浄します。ヒュームフードで、50%、70%、および90%エタノールの1.5ミリリットルの洗浄でニューロン培養物を1回7分間洗浄し、続いて1.5ミリリットルの100%エタノールで毎回7分間3回洗浄します。
次に、エポキシ樹脂を作り、よく混合し、真空下で保存して気泡を取り除きます。エタノールをエタノール中の50%エポキシ樹脂と交換し、室温で30分間、次に70%エポキシ樹脂とエタノールを室温で30分間シェーカーで交換して、サンプルに浸透させます。
エポキシ樹脂溶液を100%エポキシ樹脂に切り替え、摂氏50度で10分間インキュベートします。新鮮な100%エポキシ樹脂を2回交換します。各交換は摂氏50度で1時間インキュベートされます。次に、新鮮な100%エポキシ樹脂を加え、摂氏50度で一晩硬化させ、次に摂氏60度で36時間以上硬化させます。
その後、宝石商のハンドソーでマルチウェルプレートから各サンプルを取り出します。倒立光学顕微鏡を使用して、細胞が密集している関心領域を選択します。次に、4 x 5 x 8 ミリメートルのブロックを切断し、切断します。その後、サンプルのコントラストを改善するために、1%酢酸ウラニル水溶液で15分間浸漬し、次に3%クエン酸鉛水溶液で5分間浸漬して切片を対比染色します。