一种用于免疫细胞表型与功能特征分析的条形码检测方法

从含有经刺激并固定的免疫细胞的测试样本开始。

刺激可诱导细胞表达特定标志物，而固定则可保存表型标志物（包括细胞表面抗原）和功能状态标志物（包括细胞因子）。

向每个样本中加入独特组合的重金属同位素偶联抗体。

该技术通过多种重金属同位素的组合，为多个样本提供独特的条形码，从而区分每个样本。

这些抗体结合到一个共同的表位，从而对样本中的所有细胞进行条形码标记。

将所有条形码样本合并至一个试管中，用于后续处理。

加入金属偶联抗体混合物以标记表面抗原。

加入破膜缓冲液以增强细胞膜通透性，用于细胞内染色。

添加另一组金属偶联抗体以染色细胞内细胞因子。

条形码技术可实现混合样本的同步标记与采集 通过 质谱流式细胞术。该技术可最大化检测效率，  改进表型和功能状态标志物的评估。

为了对裂解并固定的细胞进行条形码标记，将样品从零下80摄氏度冰箱中取出，在冰上缓慢解冻。用PBS将10倍浓度的条形码通透缓冲液按1:10稀释，并配制每份样品3毫升的用量。

将一份非无菌槽加入 CSM，另一份加入 1x 条形码通透缓冲液。然后，向 freshly thawed 样品中加入 1 毫升冰冻 CSM。充分混匀，并转移至相应预标记的聚丙烯簇管中。

现在，取10微升样品，使用自动细胞计数仪进行细胞计数。通过扣除多余细胞的体积，对每个分选管中的细胞数量进行归一化处理。随后，以600 × g离心细胞 g 室温孵育5分钟。用多通道移液器将细胞重悬于1毫升1×条形码通透缓冲液中，600 × g离心 g 室温孵育5分钟。随后吸除上清液。

将簇管按照条形码密钥上所示的相同顺序排列在支架上，使样品与其条形码对应。使用多通道移液器向簇管中的所有样品加入 800 µL 1× 磁珠标记缓冲液（1x barcoding perm buffer），注意不要触碰细胞沉淀，以减少细胞损失。

然后将装有细胞簇管的架子放置一旁。从负20摄氏度取出20重钯条形码试剂盒的管条，在室温下解冻。加入100微升1x条形码通透缓冲液，充分混匀，然后将120微升重悬的条形码混合液转移至簇管中对应的细胞样品中。

使用多通道移液器充分混匀，确保各带有独立条形码的样本之间无交叉污染。将文库制备管在室温下孵育30分钟，使条形码充分标记细胞。30分钟后，在室温下以600 × g 离心5分钟。吸除上清液，随后将沉淀重悬于1毫升CSM中。接着再次离心并用CSM重悬。

随后，在室温下以600 × g 离心5分钟，吸除上清液。使用同一支移液器和同一个吸头，将所有细胞沉淀及约70至80微升残留液体转移至一个聚苯乙烯管中。不要弹出移液器吸头。将此移液器连同该吸头一并暂置备用。

使用多通道移液器和新的吸头，向每个原始细胞簇管中加入 100 微升 CSM，以最大程度回收细胞。使用之前保留的单通道移液器及其吸头，将所有细胞沉淀连同 100 微升残留液体转移至同一聚苯乙烯管中。加入 CSM 至聚苯乙烯管中，使总体积补至约 3 毫升。计数并记录合并条形码样本集的细胞数量。随后，在室温下以 600 × g 离心 5 分钟，并吸除上清液。同日继续进行条形码标记样本的染色操作。