Der MODS Verfahren zur Diagnose von Tuberkulose und multiresistente Tuberkulose

Für jeweils drei Menschen auf der Welt ist einer mit Tuberkulose infiziert. Die Diagnose einer aktiven Tuberkulose verhindert neue Infektionen, da Patienten mit aktiver Tuberkulose jährlich zwischen 10 und 15 weitere Personen anstecken werden, bis sie entweder behandelt werden oder sterben. MODS ist ein Akronym, das wir verwenden, um nicht jedes Mal „mikroskopische Beobachtung, Arzneimittelempfindlichkeitsprüfung“ aussprechen zu müssen, und der Grund dafür, warum es so genannt wird, wird deutlich, wenn die Methodik erklärt wird.

In dem kurzen Video erläutern wir die MODS-Methode für die schnelle und kostengünstige Diagnose von Tuberkulose und multiresistenter Tuberkulose. Das Video stellt die Methodik Schritt für Schritt dar. Wir werden die biosicherheitsrelevanten Aspekte der Arbeit mit Flüssigkulturen erörtern und zudem einige wichtige Qualitätsicherungsmaßnahmen erläutern, die für die Anwendung dieser Methodik erforderlich sind.

Der Mods-Test wurde an der Kayana-Universität in Lima, Peru, im Labor von Bob Gilman entwickelt. Nach Beobachtungen, die zunächst von loose cavi gemacht wurden, versuchte LOOSE, schnelle Methoden zur Detektion von Mycobacterium tuberculosis in Kulturen unter Verwendung farbmetrischer Indikatoren zu identifizieren.

Doch sie bemerkte, dass die Beobachtung dieser Kulturen unter dem Mikroskop mehrere Tage vor der Farbänderung der kolorimetrischen Indikatoren das Wachstum von Mikrobakterien zeigte, und auf dieser Beobachtung basierend wurde der MOD-Test entwickelt. Der MOD-Test wurde unter ressourcenarmen Bedingungen entwickelt und zielt auf solche ressourcenarmen Umgebungen ab, und kostet daher knapp unter 3 pro Test für die flüssigkeitsbasierte Kultur zur Detektion von TB und der Detektion von Multidrug-Resistenz. Er ist äußerst attraktiv und bringt erstmals eine solche diagnostische Kapazität an Orte mit begrenzten Ressourcen.

Der MODS-Assay beruht also auf drei zentralen Prinzipien. Das erste ist, dass Mycobacterium tuberculosis in flüssigen Medien wesentlich schneller wächst als in festen Medien. Diese Tatsache ist seit vielen Jahren bekannt.

Zweitens lässt sich, wenn wir diese flüssigen Medien unter dem Mikroskop beobachten, das Wachstum von Myb tuberculosis deutlich schneller nachweisen, als wenn wir auf das makroskopische Erscheinen von Kolonien auf festen Medien warten müssten. Tatsächlich ist dieses Wachstum so charakteristisch, dass wir M. tuberculosis in flüssigen Medien von bakteriellen oder pilzlichen Kontaminationen sowie vom Wachstum atypischer nichttuberkulöser Mykobakterien, die möglicherweise vorhanden sind, unterscheiden können. Schließlich – und dies ist vielleicht das Aufregendste am MODS-Assay – können wir die Wirkstoffe Rifampicin einbeziehen und somit direkt aus dem Sputum auf Multidrug-Resistenz testen.

Indem wir diese Medikamente zu Beginn des Assays verwenden, können wir sowohl Tuberkulose nachweisen als auch gleichzeitig feststellen, ob der Isolat gegenüber diesen beiden Medikamenten resistent ist. Dadurch entfällt die Notwendigkeit einer Subkultivierung und Durchführung eines indirekten Empfindlichkeitstests gegenüber Arzneimitteln. Im Folgenden werden nun die Geräte aufgelistet, die für den MODS-Assay erforderlich sind.

Ein Kühlschrank ist erforderlich, um das hergestellte Medium zu lagern. Eine Waage wird benötigt, um das Is und Rifampicin abzuwiegen. Ein Vortex wird zum Mischen von Sputum benötigt.

Mit der Dekontaminationslösung ist eine Zentrifuge erforderlich, um die dekontaminierte Sputumprobe zu konzentrieren, die in der Lage sein muss, 3000 G zu erreichen. Die Zentrifuge muss nicht gekühlt sein, es ist jedoch unbedingt erforderlich, dass sie biosicher ist. Für die Arbeit mit Mykobakterien muss sichergestellt sein, dass die Rotorköpfe der Zentrifuge mit verschließbaren Deckeln verschlossen werden können. Ein Inkubator, der 37 °C erreichen und konstant bei 37 °C halten kann, ist erforderlich.

Dies muss nicht CO2-angereichert sein. Zum Auslesen der MODS-Platten wird ein umgekehrtes Mikroskop benötigt, das über Objektive mit 4x- und 10facher Vergrößerung verfügt. Ein Autoklav ist erforderlich, um Medien zu sterilisieren und mikrobiologische Kulturen sowie mikrobiologische Abfälle zu entsorgen. Mikrogefäße werden zum Portionieren der Medien benötigt. Für Verfahren, bei denen Sputumproben bearbeitet und Platten beimpft werden, ist ein biologischer Sicherheitswerkbank der Klasse zwei erforderlich.

Die Reagenzien, die zur Durchführung des MODS-Assays benötigt werden, sind wie folgt: Middlebrook 7H9-Medium, Casitone, Glycerin, PANTA (das Antibiotikazusatzmittel) und OADC. Die Nährstoffzusatzstoffe umfassen die Antibiotika Isoniazid und Rifampicin, Dimethylsulfoxid (DMSO) zur Herstellung von Rifampicin, Natronlauge, Natriumcitrat und N-Acetylcystein zur Sputum-Deskontamination, Dinatriumphosphat und Monokaliumphosphat zur Herstellung des Phosphatpuffers, 10%ige Natriumhypochloritlösung zur Entsorgung infizierter Abfälle sowie Desinfektionsmittel zur Reinigung der Arbeitsflächen. Folgende Kunststoffartikel und Verbrauchsmaterialien werden ebenfalls benötigt: sterile Glasröhrchen, 0,2-Mikrometer-Filter für wässrige Lösungsmittel und 0,2-Mikrometer-Filter für organische Lösungsmittel, Mikrozentrifugenröhrchen, 15-ml-Zentrifugenröhrchen, sterile 50-ml- und 10-ml-Serologieröhrchen, sterile Mikropipettenspitzen, 24-Well-Zellkulturplatten und wiederverschließbare Beutel vom Ziploc-Typ, in die die 24-Well-Platten nach der Inokulation der Sputumprobe in das Medium gegeben werden.

Es gibt vier Gruppen von Stammlösungen, die im Voraus hergestellt werden können. Die Phosphatpufferlösung besteht aus einer Kombination von Natriumphosphat-, Diba- und Kaliumphosphatmonobasiklösungen, die auf einen pH-Wert von 6,8 ± 0,2 eingestellt werden. Diese Lösung wird zur Sterilisation bei 121 bis 124 Grad Celsius 15 Minuten lang autoklaviert, und ein Aliquot wird auf Nähragar kultiviert, um die Sterilität zu bestätigen.

Dies kann bis zu einem Monat im Kühlschrank bei zwei bis acht Grad Celsius aufbewahrt werden. Jede Sputumprobe erfordert 10 Milliliter Phosphatpufferlösung. Die Stammlösung zur Sputumdeskontamination ist eine Kombination aus Natriumhydroxid und Natriumcitrat.

Diese Lösungen werden in gleichen Volumina kombiniert und bei 121 bis 124 Grad Celsius 15 Minuten lang autoklaviert und können zudem bis zu einem Monat im Kühlschrank bei zwei bis acht Grad Celsius gelagert werden. Für jede Sputumprobe werden zwei Milliliter dieser Lösung benötigt. Das basische Kulturmedium besteht aus Middlebrook 7H9 mit OADC-Zusatz und Glycerin.

Das sieben H neun Pulver wird in steriler, destillierter Wasserlösung mit Glycerin und Cascione unter ständigem Rühren vollständig aufgelöst. Dieses Medium wird 15 Minuten lang bei 121 bis 124 Grad Celsius autoklaviert und nach dem Abkühlen in Portionen zu je 4,5 Milliliter in sterile Glasröhrchen (16 mal 100 Millimeter) abgefüllt. Das Medium wird 48 Stunden bei 37 Grad Celsius inkubiert, um die Sterilität zu überprüfen, die durch die Abwesenheit von Trübung nach dieser Zeit bestätigt wird. Es kann bei 2 bis 8 Grad Celsius mit fest verschlossenem Deckel bis zu einem Monat lang aufbewahrt werden.

Jede Sputumprobe benötigt ein Reagenzglas mit 4,5 Milliliter dieses Kulturmediums. Die Antibiotikastocklösungen werden wie folgt hergestellt: vollständig in steriler, destillierter Wasser lösen und mit einem 0,2-Mikrometer-Spritzenfilter für wässrige Lösungsmittel filtrieren. Anschließend können 20-Mikroliter-Aliquote in sterilen Mikrozentrifugenröhrchen bei minus 20 Grad Celsius bis zu sechs Monate lang aufbewahrt werden. Jedes 20-Mikroliter-Aliquot reicht für bis zu hundert Proben aus.

Lösungen von Rifampicin-Stammlösungen mit einer Konzentration von acht Milligramm pro Milliliter werden hergestellt, indem Rifampicin in DMSO und sterilem destilliertem Wasser gelöst wird. Diese Mischung wird mit einem 0,2-Mikrometer-Spritzenfilter für organische Lösungsmittel filtriert, und die Lösung kann in Portionen zu je 20 Mikroliter in sterilen Mikrozentrifugenröhrchen bei minus 20 Grad Celsius bis zu sechs Monate lang aufbewahrt werden. Jede 20-Mikroliter-Portion reicht für bis zu 100 Proben aus. Nun kommen wir zum eigentlichen methodischen Teil und den drei Schritten, die am Tag des Verfahrens durchgeführt werden müssen.

Dies ist die Umwandlung der Stammlösungen in die Arbeitslösungen. Zuerst haben wir die Dekontaminationslösung, dann die Medienlösung. Und schließlich die Arbeitslösungen der Wirkstoffe Ison und Rifampin.

Die Deskontaminationsmethode, die für die MODS-Methode verwendet wird, ist die standardisierte NALK-Deskontaminationsmethode. NALK ist ein mukolytisches Mittel, das zur Verdauung des Sputums beiträgt und es dem Natriumhydroxid ermöglicht, die Deskontamination durchzuführen. Dazu benötigen wir unsere Natriumhydroxid-Natriumcitrat-Stammlösung, und 0,1 Gramm NA werden zu 20 ml dieser Lösung hinzugefügt.

Jede Lösung, die nicht am Tag der Herstellung verwendet wird, muss entsorgt werden. Die endgültige Zubereitung des Kulturmediums sollte ebenfalls erst am Tag der Verwendung erfolgen. Gelagertes 7H9-Medium wird mit OADC und Panta kombiniert. Pro Gefäß werden 4,5 Milliliter des Mediums mit 0,5 Milliliter OADC und 0,1 Milliliter Panta gemischt.

Dies reicht für eine Probe aus. Arbeitsserien jeder Droge werden am Tag der Verwendung hergestellt, und alle nicht verwendeten Lösungen sollten entsorgt werden, da die Aktivität nicht garantiert werden kann. Gelagerte Aliquote werden in 24-Well-Zellkulturplatten seriell mit Medium sieben H neun oh A DC verdünnt, sodass die endgültige Konzentration im Well nach Zugabe der Sputumprobe mit Medium 0,4 Mikrogramm pro Milliliter für Fettsäure und 1 Mikrogramm pro Milliliter für Rifampicin beträgt.

Als Nächstes folgt das Dekontaminationsverfahren: Zwei Milliliter der Sputumprobe werden in ein kegelförmiges Falcon-Gefäß gegeben, und anschließend werden zwei Milliliter der Natriumhydroxid-Milch-Lösung zur Dekontamination hinzugefügt. Der Deckel wird wieder aufgesetzt und fest verschraubt, danach wird die Suspension kurz verwirbelt und 15 Minuten lang stehengelassen, während derer die Dekontamination abläuft. Danach werden 14 Milliliter Phosphatpufferlösung hinzugefügt.

Der Deckel wird wieder aufgesetzt und festgeschraubt, und das Gefäß wird nach 50 Minuten bei 3000 G in die Zentrifuge gestellt; das Überstand-Supernatant wird abdekantiert, und der verbleibende Pellet ist die Probe, die wir mit den 5,1 Milliliter-Röhrchen aus sieben H neun OEDC Panter ausplattieren möchten. Unser Pellet wird in einem Volumen von etwa zwei Millilitern resuspendiert. Die Hälfte dieser resuspendierten Probe wird als Reserve in einem Mikrozentrifugenröhrchen aufbewahrt.

Dies steht dann zur Verfügung, falls unsere Kultur kontaminiert wird und wir die Probe erneut ausplattieren müssen. Der andere Milliliter wird zu den verbleibenden sieben H nine oh a DC panter hinzugefügt, die sich in unserem Glasröhrchen befinden, und dies ist unsere Probe, die zum Ausplattieren bereit ist. 900 Mikroliter dieser Suspension aus Medium und Probe werden in jedes der vier Löcher einer Spalte einer 24-Loch-Platte gegeben.

Die verbleibenden Vertiefungen der 24-Loch-Platte werden mit nachfolgenden Proben gefüllt, sodass fünf Proben eine 24-Loch-Platte ausfüllen, jeweils eine pro fünf Spalten, und die sechste Spalte bleibt ohne Probe. Die sechste Spalte dient als negative Kontrolle; hier werden alle Bestandteile des Kulturmediums ohne Sputumprobe zugegeben. Jegliches Wachstum in dieser Spalte weist auf eine Kreuzkontamination hin, und die gesamte Platte muss verworfen werden.

Jede Platte, die wir verwenden, erfordert eine Spalte mit negativen Kontrollen. Nun haben wir unsere Platte, die alle unsere Proben und das Medium enthält. Wir müssen unsere Antibiotikasuspensionen in einer separaten Platte hinzufügen.

Wir haben unsere Verdünnungen von Rifampicin und Isid wie zuvor beschrieben hergestellt und sammeln mit einer Mehrkanalpipette 100 Mikroliter aus jedem dieser Wells und geben jeweils 100 Mikroliter sieben H neun OADC in zwei Kontrollwells sowie jeweils 100 Mikroliter Rifampicin und 100 Mikroliter Isid in die beiden Wells, die die Wirkstoffe enthalten. Sobald die Platte fertiggestellt ist, wird der Deckel wieder aufgesetzt und die Platte in einen Ziploc-Beutel gelegt. Ab diesem Zeitpunkt wird der Beutel nicht erneut geöffnet, sodass Kulturen, die in flüssigem Medium wachsen, niemals die Möglichkeit haben, den Beutel zu verlassen.

Alle Messungen der Platte ab diesem Zeitpunkt erfolgen innerhalb der Tüte, und die Tüte wird am Ende der Kultur in einen Autoklavenbeutel gelegt und entsorgt. Auf diese Weise vermeiden wir die Handhabung hochkonzentrierter Suspensionen von Mykobakterien. Wir werden nun kurz zur Qualitätskontrolle kommen.

Die MODS-Methode verfügt über integrierte Qualitätskontrollen, die für die ordnungsgemäße Durchführung des Assays unerlässlich sind. Zunächst gibt es negative Kontrollen, die auf jeder einzelnen Platte mitlaufen. Diese wurden bereits erwähnt, aber zusammenfassend enthält eine Spalte alle Bestandteile des Kulturmediums ohne Zusatz einer Sputumprobe, neben fünf weiteren Sputumproben auf einer Platte. Die Wells in dieser Spalte müssen genauso wie alle anderen Wells untersucht werden, und das Vorhandensein von Wachstum in diesen Wells weist auf eine Kreuzkontamination hin, wodurch keines der Ergebnisse auf der Platte als vertrauenswürdig angesehen werden kann.

Die Platte muss daher verworfen und alle Proben erneut aufgeplattiert werden. Zusätzlich gibt es interne Kontrollen, die als positive Kontrollen dienen. Diese werden auf einer separaten Platte durchgeführt, und diese Platte wird erst vorbereitet, nachdem alle anderen Probenteller am Ende des Tages vorbereitet wurden, um das Risiko einer Kreuzkontamination im Labor zu minimieren.

Auf dieser separaten Platte verwenden wir einen vollständig empfindlichen Stamm von Mycobacterium tuberculosis und einen Stamm, der resistent gegen ISID und Rifampicin ist. Falls Bedenken hinsichtlich des Einsatzes eines multiresistenten Stammes auf einer Platte bestehen, kann ein allein gegen Rifampin resistenter Stamm anstelle dieser beiden Stämme – des empfindlichen und des MDR-Stamms – verwendet werden. Der Zweck dieser Stämme besteht darin, nicht nur zu zeigen, dass das Medium das Wachstum unterstützt – daher sollten alle positiven Kontrollen im drogenfreien Medium wachsen –, sondern auch, dass die Konzentrationen der eingesetzten Wirkstoffe korrekt sind. Deshalb sollten die empfindlichen positiven Kontrollen in Gegenwart von IS und Rifampicin kein Wachstum zeigen, während die resistenten positiven Kontrollen natürlich bei den auf der Platte vorhandenen Konzentrationen an Rifampicin und IS wachsen müssen.

Okay, nun weiter zur Plattenablesung. Wenn wir den Tag des Ausstrichs unserer Proben als Tag null betrachten, beginnt die Plattenablesung am Tag fünf. Davor ist das Wachstum von Mykobakterien äußerst selten zu beobachten.

Die Platten werden unter einem invertierten Lichtmikroskop untersucht. Das bedeutet, dass die Platten von unten nach oben betrachtet werden, wodurch die Kordeln sehr deutlich sichtbar sind. Die visuelle Beurteilung der Kulturen von oben ist durch Kondensation auf dem Deckel der Platten erschwert und zudem durch die unzureichende Fokussierbarkeit eines Standardmikroskops. Die mikroskopische Untersuchung erfolgt in der Regel mit dem 10×-Objektiv; als positiv gilt eine Kultur, wenn in beiden drogenfreien Vertiefungen jeweils mindestens zwei koloniebildende Einheiten nachweisbar sind.

Das Vorhandensein einer Kontamination wird leicht erkannt, da das Medium trüb wird und am fünften Tag im Allgemeinen ein Überwachsen des größten Teils des Wells zu beobachten ist. Im Gegensatz dazu führt das Wachstum von Mykobakterien nicht zu einer Trübung des Wells; das anfängliche Wachstum von Mykobakterien zeigt sich in kleinen, kommaähnlichen Formen, die sich stetig zu charakteristischen Strängen oder Verfilzungen entwickeln. Innerhalb von zwei Wochen bilden sich bei stark positivem Wachstum Konglomerate von Mykobakterien, wobei die Stränge nur an den Rändern deutlich sichtbar sind.

Der überwiegende Teil der Kulturen, die positiv werden, zeigt dies bis zum Tag 14 an, weshalb wir tägliche Ablesungen vom Tag fünf bis Tag 14 und danach alle zwei bis drei Tage entsprechend der Laborauslastung empfehlen. Sobald eine Kultur in den beiden drogenfreien Vertiefungen eindeutig positiv ist, sollten auch die Vertiefungen mit Wirkstoff abgelesen werden. Jedes Wachstum in Gegenwart eines der beiden Wirkstoffe weist auf eine Resistenz gegenüber diesem Wirkstoff hin. Es ist sehr wichtig zu beachten, dass, wenn die Ablesung der Vertiefungen mit Wirkstoff mehr als eine Woche nach dem Nachweis einer positiven Kultur in den drogenfreien Vertiefungen erfolgt, dies möglicherweise keine Resistenz darstellt, da gelegentlich ein Durchbruchswachstum beobachtet wird.

Die Ablesungen können am Tag 21 beendet werden, wenn die Kultur negativ ist, da bei Patienten, die keine Therapie erhalten, niemals positive Kulturen nach diesem Zeitpunkt auftreten. Nach Abschluss von 21 Tagen Inkubation können die Kulturen entsorgt werden. Die Kulturen verbleiben in ihren Ziploc-Beuteln und werden in Autoklavierbeutel gegeben, anschließend bei 121 bis 124 Grad Celsius für 45 bis 60 Minuten autoklaviert und danach sicher entsorgt. Ich werde nun kurz etwas zur Biosicherheit und zum MODS-Assay sagen, da wir MODS nicht nur in Peru, sondern auch in afrikanischen und asiatischen Regionen eingeführt haben.

Eine wiederkehrende Frage betrifft die Sicherheit und Bio-Sicherheit beim Umgang mit mikrobakteriellen Kulturen in flüssigen Medien. Diese Besorgnis ist verständlich, da Flüssigkeiten offensichtlich verschüttet werden können, während feste Medien dieses Risiko nicht aufweisen. Außerdem besteht eine Gefahr der Aerosolbildung, wenn man mit Suspensionen von Mycobacterien arbeitet. Gerade aus diesen Gründen halten wir die mod-Methode für eine sicherere Vorgehensweise als jede Methode, die eine indirekte Testung der Arzneimittelwirksamkeit erfordert.

Der Grund hierfür liegt darin, dass bei der indirekten Empfindlichkeitsprüfung eine Suspension mit einer bekannten Konzentration von Mikrobakterien hergestellt wird. Dabei werden folglich hochkonzentrierte Lösungen von Mikrobakterien manipuliert, was alle damit verbundenen Risiken von Verschütten und Aerosolbildung einschließt. Im Gegensatz dazu erfordert die MODS-Methode, wie Sie nun gesehen haben, lediglich die Inokulation einer Sputumprobe auf unsere Platte, woraufhin die Platte in einer Plastiktüte versiegelt wird.

Diese Tüte wird danach niemals wieder geöffnet, und daher müssen wir nicht mit diesen hochkonzentrierten Suspensionen umgehen. Dies bedeutet nicht, dass wir der Ansicht sind, die Mod-Methode sei völlig sicher – das Arbeiten mit Mykobakterien birgt stets ein Risiko. Daten aus Korea, die 2006 veröffentlicht wurden, scheinen jedoch unsere Ansicht zu bestätigen, dass die Mod-Methode nicht gefährlicher ist als das Ausplattieren jeder anderen Kultur.

Dies war eine Studie an Laborbeschäftigten, die zeigte, dass das berufliche Risiko für Laborbeschäftigte, die Kulturen ausplattierten und keine Verantwortung für die Testung der Arzneimittelempfindlichkeit hatten, nicht höher war als das für Personen, die Sputumausstrichmikroskopie durchführen. Im Gegensatz dazu weisen Personen, die mit Suspensionen von Mykobakterien umgehen und die Testung der Arzneimittelempfindlichkeit durchführen, deutlich höhere Raten beruflicher Tuberkulose-Risiken auf. Es ist offensichtlich von größter Bedeutung, dass alle Laborpersonal so gut wie möglich geschützt werden, und wir empfehlen daher nachdrücklich, dass keines dieser Verfahren ohne angemessenen persönlichen Atemschutz – gemeint sind Masken nach N95-Standard – durchgeführt wird.

Außerdem ist ein Sicherheitswerkbank der Klasse zwei oder ein Abzug erforderlich, bei dem alle Abluftbereiche über HEPA-Filter geführt werden. Schließlich ist ein einfacher Mechanismus, der sehr wichtig ist, um Turbulenzen der Luftströmung im Labor zu vermeiden, ein Schloss an der Labortür, das den Ein- und Ausgang von Personal unterbindet, während Proben bearbeitet werden. Dies verringert das Übertragungsrisiko innerhalb des Labors. Ich hoffe daher, Ihnen einen guten Überblick darüber gegeben zu haben, worin die MODS-Methode besteht und wie nützlich sie in Situationen sein könnte, in denen begrenzte Ressourcen zur Verfügung stehen, hochwertige Tuberkulose- und MDR-Tuberkulose-Diagnostik jedoch dringend erforderlich ist.

Weitere Informationen finden Sie auf unserer Website mods peru. org, auf der unsere ausführlichen standardisierten Betriebsanweisungen und die Benutzeranleitung für mods verfügbar sind. Zusätzlich zu den standardisierten Verfahren für die Aufbereitung von extrapulmonalen Proben bieten wir auch eine Fotobibliothek von Mycobacterium tuberculosis, anderen Mykobakterien sowie bakteriellen und fungalen Kontaminationen. Außerdem können Sie dort unsere Strategie zur Qualitätssicherung und das von uns empfohlene Verfahren zur Akkreditierung von Laboratorien einsehen, die mods einführen möchten.

Schließlich gibt es ein Dokument mit häufig gestellten Fragen, und wir begrüßen jedes Feedback von Nutzern, die derzeit Mods verwenden, da es sich hierbei um eine iterative Methodik handelt. Wie bereits erläutert, ist es ein nicht proprietärer Test, und wir sind stets an Verbesserungen interessiert, die andere Labore vorgenommen haben.