Diagnostic Necropsy und ausgewählte Gewebe und Probenentnahme bei Ratten und Mäusen

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine grundlegende Nekropsie an Nagetieren durchzuführen. Dies wird erreicht, indem zunächst grundlegende Informationen über das Tier erfasst werden. Der zweite Schritt des Verfahrens besteht in der Untersuchung der Eingeweide.

Der dritte Schritt besteht darin, Proben wie Organe oder mesenterische Lymphknoten zu sammeln. Letztendlich kann der Gesundheitszustand eines Tieres durch Histopathologie oder andere Methoden bestimmt werden. Im Allgemeinen haben Personen, die neu in der Durchführung einer Sektion sind, Schwierigkeiten, da die Anatomie von Nagetieren am Arbeitsplatz erlernt wird.

Mit diesen Methoden lassen sich wichtige Fragen zur Gesundheit von Tieren in einer Forschungskolonie beantworten. Eine visuelle Demonstration dieser Techniken ist unerlässlich, da es Zeit braucht, um die Lage der verschiedenen Gewebe zu erlernen und normales von abnormem Gewebe zu unterscheiden. Bevor das Tier euthanasiert wird, sollten Informationen über seine Vorgeschichte gesammelt und seine aktuellen Merkmale wie körperlicher Zustand, Verhalten, Geschlecht, Alter, Gewicht, Stamm und dergleichen erfasst werden.

Diese Angabe ist ein entscheidendes Alterskriterium für die Person, die die Gewebe vor der Euthanasie des Tieres untersucht. Stellen Sie sicher, dass die entsprechende persönliche Schutzausrüstung getragen wird. Bereiten Sie ein Präparationsbrett, Pinzette, Schere, Behälteretiketten, Fixierungslösung, Medium und Sammelgefäße vor.

Nach der Tötung des Tieres bewerten Sie dessen körperlichen Zustand, prüfen Sie auf Haut- und Fellveränderungen, Kachexie und Dehydration und suchen Sie nach Anzeichen künstlicher Manipulationen, Implantaten oder operativen Narben am Tier. Untersuchen Sie anschließend mithilfe eines Stereomikroskops alle äußeren Körperöffnungen detailliert.

Dazu gehören die Ohren, Augen, Nase, der Mund, der Anus und die Genitalien. Legen Sie das Tier nun mit dem Rücken auf das Präparationsbrett, heben Sie die Haut mit einer Pinzette an und schneiden Sie die Haut mit einer Schere vom Anus bis zum Kinn auf. Danach klappen Sie die Haut seitlich zurück und schneiden durch die Bauchdecke und den Brustkorb.

Legen Sie die Brustorgane frei, indem Sie zwei seitliche Schnitte entlang der Rippenbögen durchführen. Durchtrennen Sie das Zwerchfell. Entfernen Sie dann den Rippenkorb, indem Sie quer über das obere Ende des Brustbeins schneiden.

Untersuchen Sie nun die freigelegten Brust- und Bauchorgane. Achten Sie auf Farbveränderungen, ungewöhnliche Gerüche, Größe, Unterschiede sowie fehlende oder fehlpositionierte Organe. Prüfen Sie die Konsistenz der Organoberflächen und notieren Sie eventuelle Gewebemassen oder mit Flüssigkeit gefüllte Hohlräume.

Achten Sie außerdem auf das Vorhandensein von Flüssigkeit in einer der beiden Körperhöhlen. Setzen Sie die Untersuchung am Magen-Darm-Trakt fort. Untersuchen Sie das Mesenterium auf vergrößerte Lymphknoten oder Gewebemassen.

Beschreiben Sie den Inhalt des Gastrointestinaltrakts und prüfen Sie sorgfältig auf verdickte Wände, Massen oder Blutungen. Um das Innere der Nieren zu untersuchen, verwenden Sie eine Klinge, um eine Längsschnittpräparation der linken Niere und einen Querschnitt der rechten Niere außerhalb der Mittellinie anzulegen. Untersuchen Sie das Parenchym auf eventuelle Auffälligkeiten.

Untersuchen Sie nun das Urogenitalsystem bei Männchen. Identifizieren Sie die Samenbläschen, die Hoden, den Nebenhoden, die Harnleiter und die Perusdrüsen bei Weibchen. Identifizieren Sie den Uterus, die Eierstöcke und die Harnleiter.

Untersuchen Sie das Urogenitalsystem auf Verstopfungen, Flüssigkeitsansammlungen, Blutungen oder andere Auffälligkeiten. Nach Abschluss dieser Untersuchungen isolieren und entfernen Sie die Zielorgane zur weiteren Untersuchung. Typischerweise werden Herz, Leber, Nieren und Milz gesammelt, sobald sie entfernt sind.

Legen Sie jedes Organ in ein Fixativ oder führen Sie die ersten Schritte eines Protokolls durch, das diese Gewebe erfordert, beispielsweise Einfrieren oder Immunhistochemie, um eine geeignete Fixierung zu erzielen. Im Allgemeinen werden Gewebe in ein Konservierungsmittel wie 10 % NBF in einem Verhältnis von 20 Volumina Fixativ zu einem Volumen Gewebe eingetaucht. Bei der Arbeit mit Ratten sammeln Sie die bronchiale Aspiratprobe vor der nasalen Aspiratprobe.

Beginnen Sie damit, die Haut im subkutanen Gewebe vom Halsbereich abzuheben, um so die Speicheldrüsen und die Halsmuskulatur freizulegen. Entfernen Sie anschließend diese Gewebe, um die Luftröhre freizulegen. Führen Sie einen drei Millimeter langen Schnitt in die Luftröhre ein und bringen Sie eine Pipette, die mit einem Milliliter Probenahmeflüssigkeit beladen ist, in das Luftröhrenlumen ein, wobei die Richtung vierteljährig ausgerichtet ist.

Spülen Sie die Probenahmeflüssigkeit langsam dreimal durch die Luftröhre in die Lungen. Ziehen Sie danach die Probenahmeflüssigkeit wieder ab und entfernen Sie die Pipette aus der Luftröhre. Nicht die gesamte Flüssigkeit wird in die Pipette zurückkehren.

Daher den Vorgang wiederholen, falls mehr Flüssigkeit benötigt wird. Zum Testen an Mäusen. Um eine nasale oder bronchiale Aspiratprobe zu entnehmen, den nasopharyngealen ATU mit sterilisierten Scheren zugänglich machen.

Trennen Sie das Artikulargelenk und klappen Sie den Unterkiefer vom Oberkiefer weg, um den nasopharyngealen Bereich freizulegen, um die nasale Aspiratprobe zu sammeln. Führen Sie eine Pipette, die mit einem Milliliter Probenahmeflüssigkeit gefüllt ist, in den nasopharyngealen Bereich der Maus oder das Tracheallumen der Ratte ein. Die Pipette sollte in kranialer Richtung ausgerichtet und vorgeschoben werden.

So berührt die Spitze den Nasenrachen. Sobald dies der Fall ist, injizieren Sie langsam die Probenahmeflüssigkeit. Während die Flüssigkeit in den Nasenraum eindringt, bildet sie Menisken am Nasenöffnungsrand und ist zudem durch das durchsichtige Gaumendach sichtbar.

Wenn jedoch Flüssigkeit durch den Mund austritt, reorientieren Sie die Pipette. Nach der vollständigen Injektion ziehen Sie die Probenflüssigkeit aus der Nasenhöhle in die Pipette zurück und nehmen Sie anschließend die Pipette heraus. Beginnen Sie damit, die Luftröhre mit einer Pinzette zu fassen und direkt oberhalb der Pinzette durchzuschneiden.

Ziehen Sie anschließend vorsichtig die Luftröhre nach oben und durchtrennen Sie die Gewebeverbindungen, bis der gesamte thorakale Gewebeblock entfernt werden kann. Legen Sie die Lungen nun flach auf die Arbeitsfläche und binden Sie locker ein Stück Nahtmaterial oder Schnur um die Luftröhre. Ziehen Sie den Knoten nicht fest, da Sie sonst die Nadel nicht in die Luftröhre einführen können.

Füllen Sie nun eine Spritze mit Fixans und stechen Sie die Nadel in die Öffnung der Luftröhre, während Sie die Luftröhre an der Nadel fixieren. Füllen Sie mit einer Pinzette langsam die Lungen mit Fixans, bis sie vollständig aufgeblasen sind. Das Volumen des Fixans variiert je nach Alter, Stamm und Gesundheitszustand des Tieres.

Wenn die Gewebe unterfülliert sind, erscheinen sie flach; bei Überfüllierung tritt schaumige Flüssigkeit aus dem Gewebe aus. Ziehen Sie das Nahtmaterial oder die Schnur um die Luftröhre fester, um einen Rückfluss des Fixiers mittels aus den Lungen zu verhindern. Anschließend werden die aufgeblasenen Lungen in Fixiermittel gegeben. Legen Sie die Leiche auf ein sauberes Präparationsbrett in ventraler Rückenlage und entfernen Sie mit Schere und Pinzette die Haut und die Muskulatur, die den Schädel bedecken.

Dann das Tier mit einer kleinen Schere enthaupten. Die untere Klinge in das Foramen magnum einführen und entlang der Mittellinie des Schädels mit einer Aufwärtsbewegung durchschneiden. Nun das Gehirn mit einer Pinzette freilegen, indem man den Schädel auseinanderzieht.

Falls der Pathologe Abschnitte des Gehirns im Schädel schneiden möchte, sofort den Schädel mit freigelegtem Gehirn in 10 % NBF geben. Andernfalls den Kopf mit der Pinzette oder den Fingern an der Nase fassen und den Schädel vorsichtig umzudrehen, sodass die Schwerkraft beim Herausfallen des Gewebes aus dem Schädel hilft. Vorsichtig. Die gekrümmte Pinzette entlang der äußeren Kante des Gehirns beginnend bei den Riechlappen entlangführen.

Setzen Sie das Vorschieben der Pinzette entlang des Schädels in Richtung Kleinhirn fort, während Sie mit derselben Pinzette vorsichtig die Nerven einklemmen. Sobald das Gehirn frei ist, legen Sie es in Fixierflüssigkeit. Um zuerst die mesenterischen Lymphknoten zu finden, lokalisieren Sie das große, kommaförmige Blinddarmende des Darms. Die mesenterischen Lymphknoten sind die gelben, ovoide oder kugelförmigen Gewebeknoten im Mesenterium neben dem Blinddarm.

Sie sind oft etwas dicker und fester in der Beschaffenheit als das umgebende Mesenterium und Fett. Ein Seziermikroskop kann zunächst hilfreich sein, um die Gewebe zu unterscheiden, ist jedoch mit Erfahrung nicht mehr notwendig. Mit Pinzette und Schere die mesenterialen Lymphknoten isolieren und anschließend in ein Lagerröhrchen überführen, das für Kultur, PCR oder histopathologische Untersuchungen verwendet wird.

Nach Abschluss des Protokolls stehen einem Pathologen oder Wissenschaftler ein schriftlicher Bericht über den objektiven und subjektiven Zustand zum Zeitpunkt der Euthanasie zur Verfügung. Dazu gehören eine objektive Beschreibung der Gewebe vor deren Fixierung, alle größeren Bauch- und Brustorgane in Fixiermittel, das Gehirn sowie mesenterische Lymphknoten und Proben von nasalem und bronchialen Aspirat. Wenn die Technik beherrscht ist, kann eine verkürzte Sektion weniger als 30 Minuten dauern.

Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig, die Beobachtungen zum Zustand des Tieres und seiner Gewebe zu dokumentieren. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie eine vollständige Nekropsie an Nagetieren durchgeführt wird, einschließlich der Entnahme von perfundierten Lungen, mesenterischen Lymphknoten und dem Gehirn.